DFG Senatskommission zur gesundheitlichen Bewertung von
Lebensmitteln
SKLM
Sicherheitsaspekte bei der Herstellung von Lebensmitteln
und Lebensmittelinhaltsstoffen aus Insekten
Endfassung vom: 22. Februar 2016
Deutsche Forschungsgemeinschaft
Kennedyallee 40 • 53175 Bonn
www.dfg.de/sklm
DFG
Mitglieder und Gäste der DFG Senatskommission zur gesundheitlichen Bewertung
von Lebensmitteln 2014-1016
Mitglieder:
Prof. Dr. Pablo Steinberg (Vorsitzender), Prof. Dr. Patrick Diel, Prof. Dr. Gerhard Eisenbrand, Prof. Dr.
Karl-Heinz Engel, Prof. Dr. Bernd Epe, Dr. Ing. Volker Heinz, Prof. Dr. Hans-Ulrich Humpf, Prof. Dr.
Hans-Georg Joost, Prof. Dr. Dietrich Knorr, Prof. Dr. Theo de Kok, Prof. Dr. Doris Marko, Prof. Dr.
Rudi F. Vogel
Ständige Gäste:
Prof. Dr. Peter Fürst, Prof. Dr. Sabine Kulling, Prof Dr. Alfonso Lampen, Prof Dr. Gerhard
Rechkemmer, Dr. Richard H. Stadler, Professor Dr. Stefan Vieths
Die Kommission dankt der Arbeitsgruppe „Lebensmitteltechnologie und –sicherheit“:
Prof. Dr. Dietrich Knorr (AG Vorsitzender), Dr. Niels Bandick, Prof. Dr. Karl-Heinz Engel, Dr. Ing.
Volker Heinz, Dr. Thomas Holzhauser, Prof. Dr. Henry Jäger, Prof. Dr. Sabine Kulling, Dr. Birgit
Rumpold, Dr. Oliver Schlüter, Prof. Dr. Rudi Vogel, Herrn Quasigroch und den SKLM Mitarbeiterinnen
Dr. Angelika Roth, Dr. Stephanie Vogel und Dr. Sabine Guth für die wissenschaftliche Unterstützung.
SKLM Kommissionssekretariat
Institut für Lebensmitteltoxikologie und Chemische Analytik, Stiftung Tierärztliche Hochschule
Hannover, Bischofsholer Damm 15, 30173 Hannover, Germany
E-Mail: [email protected] • Tel.: +49 511 856 7227 • Fax: +49 511 856 82 7227
Die AG „Lebensmitteltechnologie und –sicherheit“ der DFG-Senatskommission zur gesundheitlichen Bewertung von
Lebensmitteln (SKLM) befasst sich mit neuen Technologien, die für die Behandlung von Lebensmitteln entwickelt
werden bzw. zur Anwendung kommen. In der vorliegenden Stellungnahme werden Insekten als eine neuartige Quelle
für Proteine, Lipide und andere Inhaltsstoffe betrachtet. In Europa ist die Verwendung von Insekten als
Nahrungsquelle nicht üblich. Risiken der Nutzung sind unzureichend oder nicht untersucht. Die SKLM hat am
22.02.2016 eine erste Beurteilung der mikrobiellen, allergenen, toxikologischen und lebensmittelrechtlichen
Sicherheitsaspekte bei der Gewinnung und Verarbeitung von Insekten für den Lebensmitteleinsatz unter besonderer
Berücksichtigung technologischer Gesichtspunkte vorgenommen. Weiterhin hat sie dazu Wissenslücken und
Forschungsbedarf aufgezeigt.
Sicherheitsaspekte bei der Herstellung von Lebensmitteln und
Lebensmittelinhaltsstoffen aus Insekten
1. Einleitung
Insekten werden in Europa von der Lebensmittelindustrie derzeit kaum genutzt, finden aber
immer mehr Beachtung als alternative Rohstoffquelle. Sicherheitsrisiken bei der Nutzung von
Insekten zur Herstellung von Lebensmitteln und Lebensmittelinhaltsstoffen sind nicht oder nur
unzureichend
untersucht.
Ziel
der
vorliegenden
Stellungnahme
ist,
die
potentiellen
Sicherheitsrisiken entlang der Prozessstrecke vom gezüchteten Insekt bis zur isolierten Fraktion
sowohl unter Berücksichtigung von Insektenspezies und deren Entwicklungsstadien als auch mit
Fokussierung auf einzelne Fraktionen aufzuzeigen. Dabei soll insbesondere betrachtet werden,
(i)
ob durch die Nutzung und die Verarbeitung von Insekten zur Gewinnung von
Fraktionen oder Inhaltsstoffen neue bisher unbekannte Risiken entstehen,
(ii)
ob diese vom Rohstoff „Insekt“ allgemein oder von der Spezies und deren
Entwicklungsstadien abhängig sind,
(iii)
ob vorhandene Verfahren zur Minimierung bzw. Eliminierung der Risiken ausreichen,
ob diese modifiziert oder neue Verfahren entwickelt werden müssen.
Obwohl in den Ländern, in denen Insekten traditionell verzehrt werden, auf Alltagserfahrungen
beruhende Kenntnisse zur Verarbeitung, Lagerung und Zubereitung von meist wild gefangenen
Insekten vorhanden sind, fehlt wissenschaftlich fundiertes Wissen zu Aufbereitungs- und
Verarbeitungsschritten, um die Lebensmittelsicherheit auch bei Umsetzung dieser Prozesse im
großtechnischen Maßstab zu gewährleisten. In Anbetracht des möglicherweise vielfältigen
Einsatzes der Produkte und einer daraus resultierenden breiten Verteilung von Inhaltsstoffen
aus Insekten in Lebensmitteln, die viele unterschiedliche Konsumenten erreichen, kommt deren
Sicherheitsbewertung eine besondere Bedeutung zu.
In vielen Regionen der Welt sind Insekten als Nahrungsquelle weit verbreitet [1]. Sie gehören
genauso wie Spinnentiere und Krebstiere zu dem Stamm der Arthropoda (Gliederfüßer). Eine
Liste der weltweit verzehrten Insektenarten, die in wissenschaftlichen Publikationen genannt
1
werden, ist unter folgendem Link zu finden: http://www.wageningenur.nl/en/Expertise-Services/Chairgroups/Plant-Sciences/Laboratory-of-Entomology/Edible-insects/Worldwide-species-list.htm.
Insektenarten der Ordnung Coleoptera (Käfer bzw. ihre Larven) sind zu ca. 31 % vertreten, der
Ordnung Lepidoptera (Motten und Schmetterlinge bzw. ihre Raupen) zu ca. 18 %, der Ordnung
Hymenoptera (Hautflügler wie Bienen, Wespen, Ameisen) zu ca. 15 % und der Ordnung
Orthoptera (Heuschrecken, wie Wander- und Wüstenheuschrecke, Grillen und Grashüpfer) zu
ca. 14 %. Insektenarten der Ordnung Diptera (Zweiflügler wie Fliegen bzw. ihre Larven) haben
einen Anteil von ca. 5 %. Zu den in der Literatur beschriebenen Behandlungsarten gesammelter,
ganzer Insekten zählen die traditionellen Zubereitungen wie z.B. Kochen, Braten, Rösten,
Grillen, Räuchern, Frittieren, Salzen, Würzen, Marinieren und Trocknen [2-5]. In Europa ist der
Verzehr von Insekten nicht üblich, findet aber immer mehr Beachtung. Eine Auswahl von
Insektenarten, die in einigen europäischen Ländern in geringem Umfang zum Verzehr
angeboten werden bzw. zur Lebensmittelherstellung eingesetzt werden könnten, ist in Tabelle 1
aufgeführt.
Insekten sind sehr nährstoffreich und zeichnen sich gegenüber anderen, tierischen
Lebensmitteln (Schweine-, Rinder- und Hühnerfleisch) durch z.T. hohe Protein- und Fettgehalte
aus (Tabelle 2). Für Vertreter der Ordnung Orthoptera (Heuschrecken) werden Proteinmengen
von 60 % bis zu 77 % (bezogen auf die Trockenmasse) genannt [6, 7]. Weiterhin weisen
Insekten hohe Gehalte an einfach und/oder mehrfach ungesättigten Fettsäuren auf [8]. Im
Durchschnitt enthalten sie die für den Menschen essentiellen Aminosäuren, wie sie von der
WHO für eine ausgewogene Ernährung gefordert werden [9], und sind reich an Mikronährstoffen
wie Eisen, Kupfer, Magnesium, Mangan, Selen und Zink sowie Riboflavin, Pantothensäure,
Biotin und in einigen Fällen auch Folsäure [6]. Alle Insekten weisen als strukturgebende
Komponente das Polysaccharid Chitin, ein Polymer aus N-Acetyl-D-Glucosamin, auf. Sie
verfügen über Enzyme, die für Anwendungen in der Lebensmittelverarbeitung interessant sein
könnten, wie z.B. cellulolytische und proteolytische Enzyme [10, 11]. Diese Daten zeigen, dass
Insekten nicht nur eine alternative Quelle für Proteine darstellen, sondern auch andere
Inhaltsstoffe enthalten, die in der Lebensmittelindustrie Verwendung finden könnten.
Es wird derzeit diskutiert, ob Insekten neben den hohen Proteingehalten und günstigen
Nährstoffprofilen auch eine positive ökologische und ökonomische Bilanz im Vergleich zur
konventionellen Tierzucht aufweisen und damit eine Alternative bzw. Ergänzung zu
konventionellen Nahrungsquellen darstellen können [12-15]. Als mögliche Vorteile der
Insektenzucht
gelten
beispielsweise
ein
geringer
Raumbedarf,
eine
hohe
Futterverwertungseffizienz [16, 17] und eine hohe Fruchtbarkeit mit mehreren Lebenszyklen pro
Jahr. Erste Daten deuten darauf hin, dass Insektenzuchten im Vergleich zur Rinder- und
2
Mastschweinhaltung weniger Treibhausgase und Ammoniak pro kg Massengewinn produzieren
könnten [18].
Die Abteilung für Lebensmittelsicherheit des `Istituto Zooprofilattico Sperimentale´, Venedig, hat
2013 eine Übersicht zur Lebensmittelsicherheit von Insekten veröffentlicht [19]. Darauf folgten
Stellungnahmen von Behörden in Belgien [20], den Niederlanden [21] und Frankreich [22]
bezüglich der Sicherheitsaspekte, die sich aus der Nutzung von ganzen Insekten als Lebensund Futtermittel, unter Berücksichtigung einer begrenzten Auswahl derzeit relevanter Spezies,
ergeben. In diesen Stellungnahmen wurden Verarbeitungsverfahren nur als Maßnahmen zur
Keimreduktion betrachtet, wobei vornehmlich traditionelle Methoden wie z.B. Frittieren, Toasten,
Trocknen oder Gefriertrocknen im Fokus standen. Ein erheblicher Forschungsbedarf hinsichtlich
potentieller mikrobieller, allergener und toxikologischer Risiken bei Verzehr ganzer Insekten
wurde verdeutlicht. Im Oktober 2015 erschien von der Europäischen Behörde für
Lebensmittelsicherheit (EFSA) ein Risikoprofil zur Gewinnung und zum Verzehr von Insekten
als Lebens- und Futtermittel [23].
In der vorliegenden Stellungnahme der SKLM werden die Sicherheitsaspekte, die bei der
Fraktionierung von Insekten zur Herstellung von Lebensmitteln und Lebensmittelinhaltsstoffen
zu beachten sind, aufgezeigt und diskutiert. Es wird davon ausgegangen, dass die Bedingungen
der Insektenzuchten, die zur Gewinnung von Fraktionen und Inhaltsstoffen genutzt werden, den
für die Nutztierhaltung geltenden lebensmittelrechtlichen Vorschriften des Lebensmittel- und
Futtermittelgesetzbuches entsprechen (siehe Kapitel 4). Dies schließt kontrollierte Haltungs- und
Fütterungsbedingungen mit ein, durch die mikrobielle und chemische Kontaminationen
vermieden werden sollen. Daten zum Verzehr ganzer Insekten und zu Risiken bei Wildfang
werden nicht betrachtet. Ebenso werden die Risiken der Nutzung von Insekten oder
Insektenfraktionen als Futtermittel und die Gewinnung von Bienenhonig nicht berücksichtigt.
2. Technologische Aspekte bei der Nutzung von Insekten zur Gewinnung von Fraktionen
und Inhaltsstoffen
Aus Insekten können potentiell unterschiedliche Fraktionen gewonnen werden, wie z.B. Proteine
(auch Enzyme), Lipide und Polysaccharide. Bereits bei der Auswahl der Insektenspezies und
deren Entwicklungsstadien (Ei, Larve, Puppe, Imago bei holometabolen Insekten; oder Ei,
Nymphe, Imago bei hemimetabolen Insekten; siehe Glossar) sind in Abhängigkeit von der
vorgesehenen Verwendung potentielle, artspezifische Sicherheitsaspekte zu berücksichtigen;
dazu zählen mikrobielle, allergene und toxikologische Risiken. Qualitätsaspekte, wie
3
ernährungsphysiologische [24] und sensorische Eigenschaften als auch Verarbeitbarkeit sind
ebenfalls zu beachten.
Sowohl die Eigenschaften des Ausgangsmaterials als auch das angestrebte Produkt
beeinflussen den Einsatz technologischer Verarbeitungsverfahren. Die Protein-, Fett- und ChitinGehalte von Larven und Imagines einer Insektenspezies unterscheiden sich zum Teil erheblich,
was sich auf die Verarbeitung auswirken kann. Die Larve des Mehlkäfers Tenebrio molitor
enthält z.B. ca. 47 % Protein und 43 % Fett, wohingegen der adulte Mehlkäfer ca. 65 % Protein
und 15 % Fett enthält (bezogen auf die Trockenmasse) [25, 26]. Das letzte Larvenstadium der
schwarzen
Soldatenfliege
(Hermetia
illucens)
weist
im
Vergleich
zu
den
anderen
Entwicklungsstadien dieser Spezies hohe Mengen an Calcium in Form von Ablagerungen als
Calciumcarbonat auf [27], was eine Fraktionierung gegebenenfalls beeinflussen könnte.
Für den Verzehr bestimmte Insekten werden nach der Ernte aufbereitet (Abtöten,
Reinigungsschritte, Klassierung, ggf. Entnahme des Darms, ggf. Zerlegung mit Entfernen von
Kopf, Extremitäten, Fühlern und Flügeln, Dekontamination, Haltbarmachung) [2-5]. Für die
Gewinnung von Fraktionen müssen je nach Ausgangsmaterial und Zielsetzung verschiedene
Verfahrensschritte durchlaufen werden, bei deren Auswahl neben den technologischen,
funktionellen und ernährungsphysiologischen Eigenschaften der Fraktionen insbesondere zu
überprüfen ist, in welcher Reinheit die Fraktionen erhalten werden können. Die zur Isolierung
und Aufbereitung aus der Lebensmitteltechnologie verfügbaren Verfahren müssen hinsichtlich
ihrer Eignung überprüft werden, aus den Fraktionen unerwünschte, insektenspezifische
Komponenten und Kontaminanten (Toxine und Antinutritiva, siehe Kapitel 3.2) zu entfernen.
Gegebenenfalls müssen bereits bekannte Verfahren angepasst oder neue, geeignete Verfahren
entwickelt werden. Zur Gewährleistung der mikrobiellen Sicherheit (siehe Kapitel 3.1) könnten
weitere Dekontaminationsschritte im Prozessverlauf erforderlich sein. In Abbildung 1 ist ein
Fließdiagramm zur Auswahl der Insektenart und der Verarbeitungsverfahren dargestellt. In
diesem Zusammenhang ist für jede Produktlinie eine Gefahrenanalyse (HACCP- Studie 1) unter
Berücksichtigung der Risiken (physikalische, mikrobielle, allergene und chemische) anzuraten.
Für
die
als
relevant
eingestuften
Gefahren
sind
kritische
Kontrollpunkte
und
Präventivprogramme zu etablieren.
1
http://www.bfr.bund.de/cm/350/fragen_und_antworten_zum_hazard_analysis_and_critical_control_point_haccp_ko
nzept.pdf
4
2.1. Proteine
Bei der Proteinextraktion aus Insekten gibt es im Vergleich zu konventionellen Quellen
Unterschiede, wie z.B. die Bindung des insektenspezifischen Chitins an strukturgebende
Proteine des Exoskeletts [28-30]. Weiterhin können insektenspezifische Allergene (siehe Kapitel
3.3), insektenspezifische antimikrobiell wirksame Peptide [31-33] und möglicherweise durch
Nahrung aufgenommene Prionen (siehe Kapitel 3.1) vorhanden sein. Insektenspezifische
Prionen wurden noch nicht beschrieben. Da der Darm in der Regel nicht entfernt werden kann,
ist davon auszugehen, dass Proteine der Mikrobiota mit isoliert werden.
Die
Proteingehalte
am
Frischgewicht
verschiedener
Insekten,
z.B.
der
Larven
der
mexikanischen Fruchtfliege (Anastrepha ludens) [34], des Mehlkäfers (Tenebrio molitor), des
Schwarzkäfers (Zophobas mori) und der Wachsmotte (Galleria mellonela), der adulten Form des
Heimchens (Acheta domesticus) und anderer essbarer Insektenarten liegen zwischen 9 und
25 % [24, 35, 36]. Daten, die zu Proteinisolierungen aus Insekten verfügbar sind, beschreiben im
Labormaßstab durchgeführte Extraktionen einiger ausgesuchter Insektenspezies [34, 37-40].
Bei einer Proteinisolierung aus Mehlkäfer (Tenebrio molitor; Larven), Schwarzkäfer (Zophobas
morio; Larven), Getreideschimmelkäfer (Alphitobius diaperinus; Larven), Heimchen (Acheta
domesticus; Imago) und argentinischer Waldschabe (Blaptica dubia; Imago) zeigte sich, dass
ca. 40 % des Gesamtproteins im abfiltrierten Rückstand, ca. 40 % im abzentrifugierten Pellet
und ca. 20 % im Überstand der wässrigen Extraktion zu finden war [37]. Aus entfetteten,
getrockneten und vermahlenen Käferspezies (Aspongubus viduatus, Agonoscelis pubescens,
Agonoscelis versicoloratus, Coridius viduatus) wurden mit wässrigen Extraktionen bei
unterschiedlichen Temperaturen und pH-Werten gelierende Proteine isoliert, die teilweise
ähnliche Eigenschaften aufwiesen wie herkömmliche Gelatine [38, 41]. Für Proteomanalysen an
der
Getreideblattlaus
(Schizaphis
graminum)
wurden
verschiedene
Methoden
der
Proteinextraktion verglichen, bei denen TCA-Aceton, Phenol oder Harnstoff-Pufferlösungen mit
Zusatz von Detergentien verwendet wurden [40].
Größere Mengen an koextrahiertem Chitin können einen negativen Einfluss auf die
Verdaulichkeit des Insektenproteins haben, da Chitin schwer bis gar nicht verdaulich ist [42]. Ein
aus Honigbienen durch 10 %ige NaOH Extraktion und anschließender Fällung gewonnenes
Proteinkonzentrat wurde im Vergleich zu ganzen gemahlenen Bienen an Ratten verfüttert. Es
wurde beobachtet, dass das Proteinkonzentrat eine höhere Verdaulichkeit, gemessen als
Verhältnis von aufgenommener und ausgeschiedener Proteinmenge, aufwies. Dies wurde der
Entfernung des Chitins zugeschrieben [39]. Auch wenn die Übertragbarkeit dieser Daten auf den
Menschen geprüft werden muss, geben sie einen Hinweis, dass sowohl die maximale Menge an
5
Chitin, die für den menschlichen Verzehr in Lebensmitteln empfohlen wird, als auch die
Proteinverdaulichkeit in Verbindung mit Chitin zu berücksichtigen sind.
Bei der Entwicklung von Verfahren zur Proteinisolierung aus Insekten ist zu beachten, dass
Chitin
weitmöglichst
abgetrennt
wird
und
dass
die
Extraktionsbedingungen
die
Aminosäurezusammensetzung nicht so verändern, dass sie die Qualität des Proteins
herabsetzen [39]. Zusätzlich ist zu prüfen, ob Extraktionsverfahren zur Proteingewinnung aus
konventionellen Quellen für die Matrix Insekt einsetzbar oder zu modifizieren sind und in
welchem Umfang die nativen Strukturen und das allergene Potential der isolierten
Proteinfraktionen beeinflusst werden. Voraussichtlich wird eine Anpassung der Verfahren an die
jeweilige Insektenspezies notwendig sein. Hier besteht Forschungsbedarf, da derzeit keine
Daten dazu verfügbar sind.
Enzyme
Aufgrund der Anpassung an extreme Lebensräume und Ernährungsweisen besitzen Insekten
ein weitreichendes Spektrum an Verdauungsenzymen, die durch das Insekt selbst oder durch
Mitglieder der Darmmikrobiota produziert werden [43-45], u.a. proteolytische Enzyme [46-49],
Cellulasen [11, 50-52], α-Amylasen [53, 54], und Lipasen [55]. Sowohl durch Genomanalysen
von Insekten als auch Metagenomanalysen der Insektenmikrobiota konnten Gene für Enzyme
mit Potential zur Anwendung in der Lebensmitteltechnologie identifiziert werden [44].
Aufgrund der komplex strukturierten Insektenmatrix könnte die Gewinnung von ausreichend
reinen Enzymfraktionen erschwert sein. Zum Einsatz in Lebensmitteln muss geklärt werden, ob
sich die Prozessschritte zur Isolierung und zur Aufreinigung der Insektenenzyme von denen
unterscheiden, die zur Aufreinigung aus konventionellen Quellen eingesetzt werden. Weiterhin
sollte bei Verfahren zur Gewinnung von Enzymen aus Insekten sichergestellt sein, dass die
Enzyme intakt bleiben und gleichzeitig eine vollständige Dekontamination des Produktes
gewährleistet ist. Es bleibt zu klären, ob mögliche antinutritive Eigenschaften bestimmter
Enzyme aus Insekten bei Einsatz im Lebensmittelbereich ein Risiko darstellen (siehe auch
Kapitel 3.2).
2.2. Lipide
Lipide finden sich in dem am Insektendarm lokalisierten Fettkörper, der der zentrale
Energiespeicher und ein wichtiges Stoffwechselorgan der Insekten ist [56]. Insekten weisen
durchschnittliche Fettgehalte von 13 – 33 % sowie maximale Fettgehalte von über 70 %
(bezogen auf die Trockenmasse) auf. Das Fettsäurespektrum ist abhängig von der Spezies und
6
dem Entwicklungsstadium, wobei es vergleichbar mit dem anderer, tierischer Lipide ist [6] und
wie bei diesen durch die Futterzusammensetzung beeinflusst wird [57]. Grundsätzlich hängt die
günstige Nährstoffzusammensetzung, je nach Insektenspezies, von der Art und der Qualität des
Futters ab [36, 58].
Lipide können aus Insekten mittels Standardverfahren wie z.B. Extraktion mit superkritischem
Kohlendioxid oder Hexan/ Petrolether isoliert werden [59-63].
Zur Beeinflussung von wertgebenden Inhaltsstoffen der Insektenöle durch die Extraktion und
thermische Behandlung gibt es derzeit nur wenige Daten. Beispielsweise können die
Extraktionsbedingungen den Gehalt an Vitamin E verändern [61]. Thermische Behandlungen
führten zu Vitaminverlusten in Fettextrakten aus verschiedenen Insektenspezies [64]. Bei der
Larve
des
Palmrüsslers,
(Rhynchophorus
phoenicis)
hatten
verschiedene
thermische
Behandlungs- sowie Lagerungsarten Einfluss auf die Eigenschaften des Öls, wie z.B. den
Gehalt an freien Fettsäuren [65].
Bei der Gewinnung von Lipiden aus Insekten ist davon auszugehen, dass neben den
Triglyceriden andere endogene lipophile Substanzen extrahiert werden. Ein Beispiel sind
Ecdysteroide, die als Hormone in Insekten die Häutung, Metamorphose und Fortpflanzung
steuern und potentiell pharmakologische Effekte haben können [66, 67]. Gehalte dieser
Lipidkomponenten in Insektenölen sind deshalb zu überprüfen.
Neben endogenen lipophilen Substanzen stellen umweltbedingte, lipophile Kontaminanten, wie
z.B. Dioxine [68], ein potentielles Risiko dar. Trotz sorgfältig kontrollierter Haltungsbedingungen
nicht zu vermeidende lipophile Kontaminanten sollten bei der Lipidgewinnung durch
entsprechende Verfahren (Raffination) minimiert werden.
Es muss geklärt werden, ob existierende und üblicherweise zur Gewinnung und Raffination von
Fetten und Ölen eingesetzte Verfahren geeignet sind, unerwünschte insektenspezifische
Begleitstoffe zu entfernen. Gegebenenfalls ist eine Anpassung der gängigen Ölextraktions- und
Ölraffinationstechnologien an Insektenart und Entwicklungsstadium erforderlich.
2.3. Polysaccharide
Zu den Polysacchariden, die in nennenswertem Umfang in Insekten enthalten sind, gehören
Chitin, ein Polymer aus N-Acetyl-D-Glucosamin und Hauptbestandteil des Exoskeletts [28, 30],
sowie Glykogen, das in den Zellen des Fettkörpers [56] und in den Muskeln gespeichert wird. In
der Natur kommt Chitin in den drei Formen α, β und γ vor. Bei der in der Natur häufigsten αForm sind die N-Acetyl-D-Glucosamin-Ketten antiparallel ausgerichtet, bei der β-Form parallel
und bei der γ-Form sowohl parallel als auch antiparallel. In Insekten liegt Chitin in der α-Form
7
vor [69]. Der Gehalt an Chitin ist von der Insektenspezies sowie deren Entwicklungsstadien
abhängig.
Chitin ist ein für die Lebensmittelindustrie interessanter Bestandteil und wird derzeit aus Schalen
von Crustaceen gewonnen [70-72]. Durch Deacetylierung kann aus Chitin Chitosan (Poly-DGlucosamin) hergestellt werden [73], das als Dickungsmittel, als Präbiotikum oder aufgrund
seiner antimikrobiellen Wirkung in Lebensmitteln eingesetzt werden kann. Als semipermeable
Beschichtung kann es die Lagerfähigkeit, z.B. von Obst und Gemüse, aufgrund einer
Minimierung der Atmung und einer Verringerung von Wasserverlusten verlängern [74].
In den Untersuchungen zur Chitinextraktion aus Insekten erfolgte die Isolierung analog zu
derjenigen aus marinen Chitin-haltigen Reststoffen wie Krabbenschalen [69, 73, 75-79].
Es ist nicht bekannt, ob Chitinfraktionen aus Insekten unerwünschte, insektenspezifische
Begleitstoffe enthalten, deren Entfernung zusätzliche technologische Aufarbeitungsschritte
erfordert. Vor dem Hintergrund einer potentiellen Adsorption von Schwermetallen an Chitin [80]
sind bei der Chitingewinnung aus Insekten die entsprechenden Bedingungen im Rahmen einer
kontrollierten Insektenzucht zu gewährleisten. Weiterhin sollte das allergene Potential von Chitin
oder die Bindung von Allergenen an Chitin untersucht werden (Siehe Kapitel 3.3).
2.4. Andere Komponenten
Mit Ausnahme von Karmin gibt es derzeit keine Kenntnisse zu weiteren Komponenten aus
Insekten, die im Lebensmittelbereich eine industrielle Anwendung finden bzw. finden könnten.
Karmin wird aus weiblichen, graviden Cochenilleschildläusen (Dactylopius coccus) gewonnen
und ist als Lebensmittelfarbstoff (E 120) in Deutschland zugelassen. Die Schildläuse werden auf
den
Flachsprossen
verschiedener
Opuntien
(Pflanzengattung
aus
der
Familie
der
Kakteengewächse) gezüchtet [81]. Sie werden mit einem organischen Lösungsmittel, z.B.
Hexan, entfettet, getrocknet und fein gemahlen. Die Extraktion erfolgt in kochender
Natriumcarbonat-Lösung bei 95° bis 100°C und pH 9 für ca. 30 min. Das Karmin wird bei 100°C
und pH 5,5 durch die Zugabe von Zitronensäure, Aluminium- (Alaun) und Kalziumsalzen
ausgefällt und anschließend bei 40° bis 70°C getrocknet [82]. Karmin wurde als Auslöser
schwerer, allergischer Reaktionen beschrieben [83] (siehe Kapitel 3.3).
8
3. Sicherheitskriterien
3.1. Mikrobielle Aspekte
Insekten besitzen eine komplex strukturierte Mikrobiota [43, 84-86]. Neben der Körperoberfläche
und den Mundwerkzeugen ist der Hauptbesiedlungsort für Mikroorganismen der Darm. Die
Besiedelung der Insekten erfolgt über verschiedene Wege, vertikal mit Mikroorganismen der
Eltern über a) das Ovar, b) die Eikapsel, c) Schmierinfektion bei der Eiablage und horizontal
über Nahrung und Umwelt [87-91]. In den letzten Jahren haben durch moderne
Metagenomanalysen die Kenntnisse über die mikrobielle Artenvielfalt, besonders im
Insektendarm, stark zugenommen [44, 50, 86-88, 90, 92-105]. Dabei zeigte sich, dass die
Insektenmikrobiota viele, bislang unbekannte Arten umfasst. Die Anzahl der Arten variiert je
nach Insektenspezies und deren Ernährungsweise.
Die Nutzung von Insekten als Lebensmittel birgt potentiell mikrobiologische Risiken, da Insekten
Vektoren für human-, tier- oder pflanzenpathogene Mikroorganismen sein können. Hierbei muss
unterschieden werden, ob die Übertragung der Mikroorganismen durch den Kontakt mit der
Körperoberfläche des Insektes mechanisch erfolgt [106-110] oder die Mikroorganismen in der
Lage sind, im Insekt zu persistieren und sich zu vermehren. Ohne dass die Insekten erkranken,
können sie zu einem natürlichen Reservoir für pathogene Mikroorganismen werden [111-118].
Zu den Krankheitserregern, die durch Insekten übertragen werden können, zählen Viren [119,
120], Rickettsien [121], Bakterien [122], Protozoen [123], Pilze [124, 125], Nematoden und
weitere
Parasiten
des
menschlichen
Darmtraktes
[126,
127].
Insektenpathogene
Mikroorganismen [128] werden als harmlos für den Menschen angesehen, da sie einen hohen
Tropismus (Gewebsspezifität) aufweisen und somit wahrscheinlich nur Zellen oder Gewebe von
Insekten besiedeln können. Eine Ausnahme stellen einige, wenige Vertreter der Rickettsien dar,
die als humanpathogen beschrieben werden [129-131]. Insektenspezifische Prionen bzw.
Insekten als natürliche Vektoren für Prionen wurden bisher nicht beschrieben. Eine Übertragung
von Prionen auf Tier und Mensch durch Verzehr von kontaminierten Insekten kann nicht
ausgeschlossen werden. Experimentell konnte gezeigt werden, dass Maden der grauen
Fleischfliege (Sacrophaga carnaria), die mit Prionenprotein PrPSc (Scrapie) infiziertem
Hamsterhirn gefüttert wurden, bei Verfütterung an gesunde Hamster diese infizieren können
[132].
Allgemein wird unterschieden zwischen Mikroorgansimen der autochthonen Mikrobiota, die
immer in allen Individuen einer Insektenart vorkommen, und Mikroorganismen der allochthonen
Mikrobiota, die sporadisch vorkommen und deren Ursprung auf die spezifischen Umwelt- oder
Anzuchtbedingungen oder den Kontakt mit dem Menschen (sammeln, ernten) oder anderen
9
Individuen zurückzuführen sind [85]. Mitglieder der allochthonen Mikrobiota können potentiell zu
dauerhaften Kommensalen der Insekten werden. Humanpathogene bzw. opportunistisch
humanpathogene und toxinbildende Mikroorganismen, die unter lebensmittelhygienischen und
medizinischen Aspekten relevant sind, sind sowohl in der Gruppe der autochthonen als auch der
allochthonen Mikroorganismen zu finden. Nach derzeitigem Erkenntnisstand beschränken sie
sich auf die bekannten Arten, die u.a. lebensmittelverursachte Krankheiten auslösen können
(Tabelle 1). Häufig handelt es sich um Zoonoseerreger, die bereits bei üblichen
lebensmitteltechnologischen Verfahren zur Herstellung und Haltbarmachung von Lebensmitteln
und bei Lebensmittelinfektionen Leitkeime sind. Sie kommen verbreitet und unspezifisch in
Insekten vor und gehören u.a. zu den Gattungen Enterococcus, Streptococcus, Staphylococcus,
Pseudomonas, Bacillus und Clostridium oder gehören zu den Enterobacteriaceae, wie
Escherichia, Enterobacter, Salmonella, Klebsiella, Serratia, Shigella und Yersinia [95, 96, 101,
102, 133-140]. Klebsiella pneumoniae wurde als häufigstes Bakterium im Darm der
Wanderheuschrecke (Locusta migratoria manilensi) beschrieben und als autochthon eingestuft
[50]. Zur Mikrobiota auf der Oberfläche und im Darm von Insekten zählen auch Pilze, unter
denen Arten der Gattungen Aspergillus, Penicillium, Alternaria und Candida zu finden sind, zu
denen auch humanpathogene, toxinbildende [98, 103, 104, 124, 136, 137, 141-145] (siehe auch
Kapitel 3.2) bzw. allergene Spezies gehören (siehe auch Kapitel 3.3).
Da bei fast allen Insektenspezies der Darm mit seiner Mikrobiota nicht entfernt werden kann, ist
das Verhältnis von Darminhalt zur Gesamtmasse bei der Aufarbeitung von Insekten als
Lebensmittel von besonderem Interesse. Das Volumen des Darmtraktes beträgt, je nach
Insektenart, zwischen 0,05 bis 2 ml. Bakteriendichten von durchschnittlich 106 bis 1012 pro ml
Darminhalt konnten je nach Darmabschnitt bei einigen Insektenarten nachgewiesen werden
[146]. Der Anteil der mikrobiellen Biomasse am gesamten Insektenkörper liegt, je nach
Insektenart, bei 1 bis 10 % [147]. Bei der Verarbeitung von Insekten zu Fraktionen oder bei der
Gewinnung von Enzymen ist deswegen initial von einer unvermeidlich hohen Keimbelastung
auszugehen, die entsprechende Prozessierungsschritte erforderlich macht.
Es
ist
zu
erwarten,
dass
kontrollierte
Anzuchtbedingungen
die
Kontamination
mit
humanpathogenen und toxinbildenden Arten der allochthonen Mikrobiota beherrschbar machen,
der enge Besatz bei Insekten-Monokulturen ist aber eine zusätzliche Herausforderung [128].
Weiterhin muss beachtet werden, dass verschiedene Futtersubstrate je nach Insektenart und
Entwicklungsstadium das Artenspektrum der Darmmikrobiota und den Anteil einzelner Arten
verändern können [86, 88-91, 101, 148-150], wodurch die Keimzahl humanpathogener
Mikroorganismen potentiell zunehmen kann. Im Verlauf der komplexen Individualentwicklung
von Insekten ändert sich ebenfalls die Zusammensetzung der Mikrobiota, was durch Futter und
10
Umgebungsbedingungen mitbeeinflusst werden kann [151-153]. Die EFSA hat eine mögliche
Einteilung von Substraten zur Insektenanzucht mit unterschiedlichem Gefahrenpotential
vorgeschlagen [23]. Humanpathogene Mikroorganismen, die trotz kontrollierter Anzucht nicht zu
vermeiden sind, müssen besonders beachtet und durch geeignete Prozesse inaktiviert werden.
Die Methoden der Verarbeitung von Insekten zu Protein- und Lipidfraktionen oder der
Gewinnung von Enzymen sollten geeignet sein, sterile Produkte zu erzeugen. Die Ermittlung
von kritischen Kontrollpunkten entlang der Kultur und Aufbereitung von Insekten [154] sowie
zwischengeschaltete Dekontaminationsschritte können gegebenenfalls erforderlich sein. Erste
Daten zum Einfluss von Prozessen auf den mikrobiologischen Status ganzer Insekten sind
verfügbar [20]. Daten zur Einschätzung des mikrobiologischen Risikos im Vergleich zu anderen
tierischen Quellen liegen nicht vor.
3.2. Chemische und toxikologische Aspekte
Bei der Auswahl zum Verzehr geeigneter Insektenarten sind auch Toxine sowie Antinutritiva,
z.B. Thiaminasen [155], in Betracht zu ziehen. Dabei ist zu unterscheiden, ob die Toxine bzw.
Antinutritiva durch die Nahrung aufgenommen oder vom Insekt synthetisiert werden. Die
Kulturbedingungen
für
Insekten
sollten
so
gewählt
sein,
dass
sie
den
geltenden
lebensmittelrechtlichen Vorschriften entsprechen (siehe Kapitel 4). Somit sollten Insekten, die
der Herstellung von Lebensmitteln und Lebensmittelinhaltsstoffen dienen, so gehalten werden,
dass eine Anreicherung von extern zugeführten Toxinen, Arzneimitteln oder Antinutritiva
ausgeschlossen bzw. minimiert wird.
Einige Insektenarten synthetisieren für den Menschen toxische Stoffe. Zu nennen ist
Cantharidin, ein Monoterpen (2,6-Dimethyl-4,10-dioxatricyclo-[5.2.1.02,6]decane-3,5-dione), das
von der spanischen Fliege (Lytta vesicatoria), einem Käfer aus der Familie der Ölkäfer, und
verschiedenen anderen Käferarten synthetisiert wird. Es wird an Proteine gebunden, die
aufgrund dieser Eigenschaft als Cantharidin-bindende Proteine (CBP) bezeichnet werden. Die
toxische Wirkung äußert sich nach Verzehr in Schluckbeschwerden, Übelkeit und u.a.
Erbrechen
von
Blut
[156-158].
Bockkäfer
können
Toluol
enthalten.
Schwarzkäfer
(Tenebrionidae) produzieren Chinone und Alkane [159], in bestimmten Mottenarten der Gattung
Zygaena sind cyanogene Glykoside enthalten [160]. Das Risikopotential solcher Stoffe ist zu
überprüfen. Dies gilt auch für Toxine, die möglicherweise durch Mikroorganismen im
Insektendarm gebildet werden, z.B. Toxine der Gattungen Bacillus, Clostridium und Aspergillus.
Über die Insektenarten, die für einen Verzehr in Frage kommen (Tabelle 1), liegen keine Daten
zum Vorkommen von Toxinen vor.
11
In den wenigen Untersuchungen zu Antinutritiva in gesammelten Insekten wurden z.B. Gehalte
an Oxalat, Tannin und Phytat ermittelt, die weit unterhalb gesundheitlich bedenklicher Mengen
lagen [161-165]. Für die in der Wildnis gesammelte, afrikanische Seidenraupe (Anaphe venata)
werden hitzestabile Thiaminasen beschrieben, die für eine jährliche, saisonale ThiaminUnterversorgung in Nigeria verantwortlich gemacht werden [155]. Obwohl keine Daten dazu
vorliegen, ist davon auszugehen, dass auch in kontrollierter Kultur hitzestabile Thiaminasen
gebildet werden. Bei der Verwendung der afrikanischen Seidenraupe zur Herstellung von
Lebensmitteln und Lebensmittelinhaltsstoffen ist dies zu überprüfen.
Der traditionelle Verzehr von Insekten in bestimmten Teilen der Welt wird als ein Hinweis
gesehen,
dass
bei
der
Verwendung
von
Insekten
als
Lebensmittel
keine
Gesundheitsgefährdung zu befürchten ist [1, 166]. Dies wurde bislang jedoch nicht
wissenschaftlich, systematisch untersucht. Allerdings könnten bei einer Fraktionierung
möglicherweise nur in Spuren vorhandene gesundheitsschädliche Bestandteile mit den
eigentlichen Zielkomponenten angereichert werden, wie z.B. Cantharidin mit Protein oder Toluol
mit Lipiden. Toxisches Potential und Gehalt an Antinutritiva sind durch entsprechende Anzucht
und Verarbeitungsbedingungen zu minimieren.
3.3. Allergenes Potential
Allergische Reaktionen
Im Zusammenhang mit dem Verzehr von Insekten wurden vereinzelt allergische Episoden,
einschließlich anaphylaktischer Reaktionen [167-169] in der medizinischen Fachliteratur
dokumentiert. In Arthropoden (Arthropoda), zu denen Insekten (Insecta, z.B. Bienen, Käfer,
Heuschrecken, Schaben) wie auch Spinnentiere (Arachnida, z.B. Milben) und Krebstiere
(Crustaceen, z.B. Garnele, Krebse, Hummer) gehören, wurden pan-allergene Strukturen
identifiziert. In gleicher Weise wurden solche pan-allergenen Strukturen bei Muscheln aus dem
Stamm der Weichtiere (Mollusca) beschrieben [170, 171]. Beispielsweise kann pan-allergenes
Tropomyosin Allergien gegen Crustaceen aber auch gegen Milben und Insekten (z.B. Schaben)
hervorrufen [172, 173]. Dies wurde in einer Untersuchung der Kreuzreaktivität zu
Mehlwurmlarven
(Tenebrio
molitor)
mit
Hilfe
von
Patienten
mit
Inhalations-
bzw.
Lebensmittelallergie gegen Milben und Crustaceen bestätigt. Tropomyosin und Argininkinase
wurden als kreuzreaktive Proteine identifiziert. Damit besteht die Möglichkeit, dass Menschen,
die gegen Crustaceen und Hausstaubmilben allergisch sind, auch auf Lebensmittel, die Proteine
der Mehlkäferlarven enthalten, allergisch reagieren [174]. Auch weitere ubiquitäre bzw. panallergene Strukturen (siehe unten) können in atopischen Personen zu möglichen allergischen
12
Kreuzreaktion gegen Arthropoden und damit gegen essbare Insekten führen. Grundsätzlich sind
aber auch Primärsensibilisierungen gegen diese ubiquitären bzw. pan-allergenen Strukturen
sowie gegen speziesspezifische Allergene möglich. Bei vorliegender Sensibilisierung gegen
pan-allergene Strukturen ist unter Umständen mit unerwarteten allergischen Kreuzreaktionen zu
rechnen, da sich für den allergischen Konsumenten die Allergenquellen nicht unmittelbar
erschließen. Diese Problematik gewinnt an zusätzlicher Bedeutung, wenn vor allem potentiell
allergene Fraktionen, beispielsweise die Proteinfraktion, gewonnen und in zusammengesetzten
Lebensmitteln als Zutat eingesetzt würden. Berücksichtigt man im Vergleich zu klassischen
Lebensmittelallergien die vergleichsweise hohe Häufigkeit von Inhalationsallergien gegen
Hausstaub- und Mehlmilben bzw. Schaben in der Bevölkerung [175, 176], könnte ein weitaus
größerer Teil der Bevölkerung von möglichen Kreuzreaktionen zwischen Milben- und InsektenPanallergenen betroffen sein. Als sekundäre, also nicht direkt dem Insekt zuzuordnende
Auslöser allergischer Reaktionen sind mögliche Belastungen der Insekten durch pathogene
Pilze mit bekanntermaßen allergenem Potential, wie beispielsweise von Aspergillus, Candida
und Penicillium [177], in Betracht zu ziehen. Es sollte daher bei der Kultivierung der Insekten
sichergestellt werden, dass die Kulturen nicht durch Organismen mit allergenem Potential
belastet sind.
Allergene Strukturen
Als allergene Strukturen in Insekten sind vornehmlich (Glyko-) Proteine, zu denen auch die
Insektengiftallergene (z.B. Phospholipase A, Hyaluronidase) zählen, zu nennen. In Arthropoden
sind aktuell 239 einzelne Allergene entsprechend den Anforderungen des Allergen
Nomenclature Sub-Committee der World Health Organization und der International Union of
Immunological Societies registriert (www.allergen.org, letzter Zugriff 17.02.2016). Es handelt sich
dabei vornehmlich um ubiquitäre bzw. pan-allergene Proteine, die sich vereinfacht in
Muskelproteine (z.B. Tropomyosin, Myosin, Actin, Troponin C), zelluläre Proteine (z.B. Tubulin),
zirkulierende Proteine (z.B. Hemocyanin, Defensin) und Enzyme (z.B. Arginin-Kinase,
Triosephosphatisomerase, α-Amylase, Trypsin, Phospholipase A, Hyaluronidase) gruppieren
lassen. Etwa die Hälfte der aktuellen Datenbankeinträge bezieht sich auf Allergene in Insekten,
wobei unterschiedliche Entwicklungsstadien bislang nicht systematisch untersucht wurden.
Damit ist unklar, welchen Beitrag die Entwicklungsstadien der Insekten zur Allergenität haben.
Neben den (Glyko-) Proteinen sind weitere allergene bzw. immunmodulatorische Stoffe aus
Arthropoden bekannt. So sind immunogene Glykostrukturen, teils auch mit anaphylaktischem
Potential, beschrieben. Es konnte gezeigt werden, dass das allergene Glykoepitop Galaktoseα-1,3-Galaktose (α-Gal) anaphylaktische Reaktionen auslösen kann [178, 179]. So kann der
13
Biss der Zecke oder Zeckenlarve Amblyomma americanum (Arthropoda, Arachnida)
Sensibilisierung gegen α-Gal mit anaphylaktischen Kreuzreaktionen gegen Fleisch von NichtPrimaten, bei denen α-Gal eine Blutgruppensubstanz darstellt, hervorrufen. Es fehlen derzeit
Daten zum Vorhandensein von allergenem α -Gal in essbaren Insekten.
Auch bei der Verwendung von einzelnen (Mikro-)Komponenten aus Insekten sind neben
Gehalten und optimierten Extraktionsmethoden auch Sicherheitsrisiken zu erforschen. So wurde
der Farbstoff Karmin als Auslöser schwerer allergischer Reaktionen gegen Lebensmittel
beschrieben [83]. Als mögliche Auslöser der dokumentierten anaphylaktischen Reaktionen auf
Karmin werden Karminsäure selbst oder an Protein gebunden [83], oder nachweislich
koextrahierte IgE-bindende Proteine aus Cochinilleschildläusen diskutiert [180]. Die Bindung von
IgE-Antikörpern von Karminallergikern an extrahierte Proteine der Cochinilleschildlaus konnte
mittels Karminextrakt in vitro inhibiert werden [180]. Die Ergebnisse weisen auf allergene
Proteine der Cochinilleschildlaus und deren Vorhandensein in Karmin hin. Ein möglicher Beitrag
von Karminsäure kann anhand der Daten nicht ausgeschlossen werden.
Als weitere molekulare Struktur mit immunmodulatorischem Potential wird Chitin beschrieben.
Es gibt Hinweise darauf, dass durch Chitin die Bildung von allergenspezifischen IgE Antikörpern,
die eine zentrale Funktion im Pathomechanismus allergischer Soforttypreaktionen haben,
verstärken kann. Dies wurde in murinen Sensibilisierungsstudien beispielsweise in Aspergillus
fumigatus allergischen Mäusen bzw. mit dem Chitin-bindenden Allergen Blo t 12 aus Milben
(Blomia tropicalis) gezeigt [181, 182]. Darüber hinaus wurden Chitin-bindende Viciline, also
Leguminosen Speicherproteine, in Enterolobium contortisiliquum und Erythrina velutina
beschrieben [183, 184]. Für andere, essbare Leguminosen, wie Erdnuss oder Sojabohne [185,
186], sind Viciline als wichtige Allergene beschrieben. Unklar ist, ob Komplexe aus Chitin und
bekannten allergenen Vicilinen diätetisch relevanter Leguminosen, in ähnlicher Weise wie für
Chitin-bindendes Blo t 12 aus Milben beschrieben, ein immunmodulatorisches Potential hin zur
verstärkten Bildung allergievermittelnder Antikörper besitzen.
Expositions- und Sensibilisierungsszenarien
Bei Allergien oder Kreuzallergien gegen Insekten werden die unterschiedlichen Expositionen,
also Injektion, Inhalation, Hautkontakt und Ingestion, beschrieben. Mögliche Expositionen mit
Insektengift, welches bekanntermaßen allergische Reaktionen bis hin zum anaphylaktischen
Schock nach Injektion hervorrufen kann, ergeben sich aufgrund der Verarbeitung ganzer
Insekten, wenn das Gift durch die Verarbeitung nicht inaktiviert wird. Allergische Reaktionen,
einschließlich anaphylaktischer Reaktionen, nach Verzehr von Insekten wurden bislang jedoch
nur in einzelnen Fällen beschrieben.
14
Es
besteht
weiterhin
Primärsensibilisierungen
große
gegen
Unklarheit
Insekten
in
der
auftreten,
Frage,
und
in
in
welchem
welchem
Ausmaß
Umfang
diese
Primärsensibilisierungen zu allergischen Reaktionen führen können. In gleicher Weise besteht
Klärungsbedarf über mögliche Kreuzsensibilisierungen gegen Arthropodenspezies und vor allem
deren klinische Relevanz und den zugrundeliegenden
Expositionsszenarien, beispielsweise
Inhalation versus Ingestion. Da Crustaceen vornehmlich nach Erhitzen verzehrt werden, ist eine
gewisse Thermostabilität dieser Allergene und somit auch der kreuzreaktiven Insektenallergene
anzunehmen. So hat sich gezeigt, dass Erhitzung die Allergenität von Mehlwurmproteinen nicht
reduziert sondern lediglich die Proteinlöslichkeit verändert [187]. Eine weitere Studie mit drei
verschiedenen Mehlwurmspezies dokumentierte, dass die IgE-Kreuzreaktion von CrustaceenAllergikern gegen Mehlwurm Tropomyosin nach thermischer Behandlung und in vitro Verdau
reduziert aber nicht eliminiert wird [188].
Im Gegensatz dazu führen bei der reinen Inhalationsallergie gegen Milben bzw. Schaben nicht
thermisch behandelte Allergene (Faeces, Stäube) zur Primärsensibilisierung. Die Frage einer
möglichen Kreuzreaktion mit essbaren Arthropodenspezies ist deshalb in Abhängigkeit vom
eingesetzten lebensmitteltechnologischen Prozess zu prüfen. Beispielsweise waren in vitro IgEKreuzreaktionen von Hausstaubmilbenallergikern gegen Mehlwurmproteine nach thermischer
Behandlung und in vitro Verdau stärker reduziert (aber nicht eliminiert) als IgE-Kreuzreaktionen
von Garnelenallergikern. Zudem zeigte sich ein unterschiedliches Profil der kreuzreagierenden
Allergene in Abhängigkeit von der Sensibilisierung gegen Garnelen bzw. Hausstaubmilben.
Daraus wurde abgeleitet, dass der Verzehr von ausschließlich thermisch behandelten
Mehlwürmern für Garnelen- und Hausstaubmilbenallergiker ein Risiko darstellt [188].
Insgesamt ist festzuhalten, dass vorhandene lebensmitteltechnologische Prozessverfahren in
nur wenigen Fällen, wie Fermentation und Hydrolyse, eine deutliche Reduzierung der
Allergenität von Lebensmitteln bewirken können [189]. Ähnliche Ergebnisse sind für
Insektenallergene anzunehmen, so dass neue Verfahren zur Allergenminimierung zu entwickeln
sind.
Aufgrund des hohen Sensibilisierungspotentials durch Arthropoden (z.B. Garnelen, Milben,
Schaben) ist davon auszugehen, dass bei vermehrtem Verzehr von Insekten oder
insektenbasierten Produkten auch mit einem Anstieg der Häufigkeit allergischer Reaktionen
gegen Insekten zu rechnen ist.
15
4. Lebensmittelrechtliche Aspekte
Insekten, Insektenteile und Inhaltsstoffe von Insekten, die zum menschlichen Verzehr bestimmt
sind, dürfen - wie auch alle anderen Lebensmittel - in Deutschland nur dann in den Verkehr
gebracht werden, wenn sie den hier geltenden lebensmittelrechtlichen Vorschriften entsprechen.
Zu nennen sind in diesem Zusammenhang insbesondere die Verordnung (EG) Nr. 178/2002 2
(sog. Basisverordnung im Lebensmittelrecht), die Verordnung (EG) Nr. 852/2004 3 und das
Lebensmittel- und Futtermittelgesetzbuch. Danach ist es insbesondere verboten, Lebensmittel,
die nicht sicher sind, in den Verkehr zu bringen oder derart herzustellen oder zu behandeln,
dass ihr Verzehr gesundheitsschädlich ist.
Insektenteile
Nr. 258/97
4
und
Inhaltsstoffe
von
Insekten
sind
gemäß
der
Verordnung
(EG)
neuartige Lebensmittel und dürfen in der EU nur nach einer gesundheitlichen
Bewertung und Zulassung in den Verkehr gebracht werden, sofern sie nicht vor dem Stichtag
15. Mai 1997 in nennenswertem Umfang in der EU verzehrt wurden.
Ganze Insekten werden von einigen Mitgliedstaaten der EU ebenfalls als neuartige Lebensmittel
eingestuft, andere Mitgliedstaaten betrachten sie als Erzeugnisse, die nicht von der Verordnung
(EG) Nr. 258/97 erfasst sind. Rechtsklarheit bringt die Verordnung (EU) 2015/2283 5, die die
Verordnung (EG) Nr. 258/97 am 1. Januar 2018 ablösen wird. Diese Verordnung führt ganze
Tiere explizit in der Begriffsbestimmung für neuartige Lebensmittel auf. Somit müssen ganze
Insekten künftig zweifelsfrei vor dem Inverkehrbringen gesundheitlich bewertet und zugelassen
werden, sofern sie nicht vor dem Stichtag 15. Mai 1997 in nennenswerten Umfang in der EU
verzehrt wurden.
Unbeschadet der Vorschriften über neuartige Lebensmittel sind bei der Einfuhr von Insekten
(lebend oder tot), Insektenteilen und Inhaltsstoffen von Insekten aus Drittländern in die Union die
speziellen Einfuhrverfahren der Richtlinie 97/78/EG 6, der Richtlinie 91/496/EG 7 und der
2
Verordnung (EG) Nr. 178/2002 des Europäischen Parlaments und des Rates zur Festlegung der allgemeinen
Grundsätze und Anforderungen des Lebensmittelrechts, zur Errichtung der Europäischen Behörde für
Lebensmittelsicherheit und zur Festlegung von Verfahren zur Lebensmittelsicherheit
3
Verordnung (EG) Nr. 852/2004 des Europäischen Parlaments und des Rates über Lebensmittelhygiene
4
Verordnung (EG) Nr. 258/97 des Europäischen Parlaments und des Rates über neuartige Lebensmittel und
neuartige Lebensmittelzutaten
5
Verordnung (EU) 2015/2283 des Europäischen Parlaments und des Rates über neuartige Lebensmittel
6
Richtlinie 97/78/EG des Rates zur Festlegung von Grundregeln für die Veterinärkontrollen von aus Drittländern in
die Gemeinschaft eingeführten Erzeugnissen
7
Richtlinie 91/496/EG des Rates zur Festlegung von Grundregeln für die Veterinärkontrollen von aus Drittländern in
die Gemeinschaft eingeführten Tieren und zur Änderung der Richtlinien 89/662/EWG, 90/425/EWG und
90/675/EWG
16
Entscheidung 2007/275/EG 8 zu beachten. Danach ist die Einfuhr von Insekten aus Drittländern
in die Union veterinärkontrollpflichtig und muss über eine Grenzkontrollstelle erfolgen.
Nach deutschem Lebensmittelrecht ist darüber hinaus bei der Einfuhr von Insekten,
Insektenteilen und Inhaltsstoffen von Insekten zum menschlichen Verzehr als spezielle
Einfuhranforderung das Zertifikat nach § 6 Absatz 2 Satz 2 in Verbindung mit Anlage 2a
Lebensmitteleinfuhr-Verordnung vorzulegen. In dem Einfuhrzertifikat muss der unterzeichnende
amtliche Tierarzt oder Inspektor des Drittlandes bestätigen, dass die einzuführenden
Erzeugnisse
zum
menschlichen
Verzehr
die
allgemeinen
EU-Anforderungen
an
die
Lebensmittelsicherheit und Lebensmittelhygiene erfüllen.
Lediglich für lebende Bienen und Hummeln werden in der Richtlinie 92/65/EG 9 und in der
Verordnung
(EU) Nr. 206/2010 10
spezifische
tierseuchenrechtliche
Einfuhrbedingungen
festgelegt.
5. Schlussfolgerungen
Bei Fraktionen aus Insekten kann es sich einerseits um Gemische handeln, deren
Zusammensetzung durch eine gemeinsame physikochemische Eigenschaft, z.B. Löslichkeit in
lipophilen Medien, bestimmt wird; andererseits können durch Anwendung spezifischer
Aufreinigungs- und Isolierverfahren Einzelsubstanzen gewonnen werden.
Hinsichtlich sicherheitsrelevanter und technologischer Aspekte bei der Verarbeitung von
Insekten bestehen erhebliche Wissenslücken. Zur Gewährleistung von Qualität und Sicherheit
der aus Insekten gewonnenen Fraktionen oder Inhaltsstoffe sind folgende Kriterien zu beachten:
-
Bei der
Auswahl der
Insektenarten und deren Entwicklungsstadien sowie der
Anzuchtbedingungen sind mikrobielle, allergene und toxikologische Risiken zu vermeiden.
- Zur Gewinnung von Inhaltsstoffen sind Insekten unter definierten Haltungs- und
Fütterungsbedingungen zu kultivieren, um zu vermeiden, dass unerwünschte Komponenten
8
Entscheidung 2007/275/EG der Kommission mit Verzeichnissen von Tieren und Erzeugnissen, die gemäß den
Richtlinien 91/496/EWG und 97/78/EG des Rates an Grenzkontrollstellen zu kontrollieren sind
9
Richtlinie 92/65/EWG des Rates über die tierseuchenrechtlichen Bedingungen für den Handel mit Tieren, Samen,
Eizellen und Embryonen in der Gemeinschaft sowie für ihre Einfuhr in die Gemeinschaft, soweit sie diesbezüglich
nicht den spezifischen Gemeinschaftsregelungen nach Anhang A Abschnitt I der Richtlinie 90/425/EWG
unterliegen
10
Verordnung (EU) Nr. 206/2010 der Kommission zur Erstellung von Listen der Drittländer, Gebiete und Teile
davon, aus denen das Verbringen bestimmter Tiere und bestimmten frischen Fleisches in die Europäische Union
zulässig ist, und zur Festlegung der diesbezüglichen Veterinärbescheinigungen
17
(Pathogene Mikroorganismen, Toxine, Allergene, Antinutritiva u.a.) aus dem Futter oder der
Umwelt aufgenommen/ angereichert werden.
- Mikroorganismen müssen nach der Ernte der Insekten durch geeignete Prozessschritte
inaktiviert werden. Ein wesentlicher Aspekt bei der Auswahl bzw. der Entwicklung von
Verfahren ist die effektive Abtötung vor allem der Darmmikrobiota, da bei den meisten
Insekten eine Darmentfernung nicht möglich ist. Je nach Produktlinie könnten weitere
Dekontaminationsschritte notwendig sein.
- Zur Bewertung des allergenen Potentials von Insekten und insbesondere von gewonnenen
Fraktionen oder Einzelstoffen bedarf es der Kenntnis potentiell allergener Strukturen. Der
Einfluss
unterschiedlicher
Expositions-
und
Sensibilisierungsszenarien
sowie
der
Verarbeitungstechnologien auf die Allergenität ist dabei zu berücksichtigen.
- Insekten können unerwünschte, toxische Komponenten synthetisieren. Dieses Potential
kann spezifisch für eine bestimmte Insektenart sein und von der Entwicklungsphase
abhängen. Es ist daher erforderlich, bei Isolierung und Aufreinigung sicherzustellen, dass
diese Komponenten minimiert werden können.
- Die aus Insekten gewonnenen Fraktionen und Inhaltsstoffe müssen analytisch hinsichtlich
Identität
und
Reinheit
sowie
unvermeidbare
Restgehalte
an
potentiell
gesundheitsschädlichen Stoffen charakterisiert werden. Die Daten sollen den Vergleich zu
Isolaten
aus
konventionellen
Quellen
(z.B.
Pflanzen)
ermöglichen,
für
die
Sicherheitsbewertungen vorliegen.
6. Forschungsbedarf
Aus den in Kapitel 5 zusammengestellten Kriterien leitet sich folgender Forschungsbedarf zur
Minimierung mikrobieller, allergener und toxikologischer Risiken ab.
- Erhebung von Daten hinsichtlich potentieller mikrobieller, allergener und toxikologischer
Risiken bedingt durch
(i) Auswahl von Insektenarten und deren Entwicklungsstadien,
(ii) Anzucht-und Kulturbedingungen,
(iii) Verarbeitungsmethoden.
18
-
Die Eignung sowohl einer Positiv- und/oder Negativliste als auch eines QPS (Qualified
Presumption of Safety) Systems analog zu dem für Mikroorganismen ist für die Auswahl
sicherer Insektenarten bzw. deren Entwicklungsstadien zur Gewinnung von Fraktionen und
Inhaltsstoffen zu prüfen (http://www.efsa.europa.eu/de/efsajournal/pub/4138; 2015).
-
Untersuchung der Insektenarten, die genutzt werden sollen, auf sicherheitsrelevante
Mikroorganismen; Überprüfung der potentiell anzuwendenden Dekontaminationsprozesse
auf die Reduzierung der Keimbelastung bzw. auf die Inaktivierung identifizierter,
sicherheitsrelevanter Mikroorgansimen.
- Erhebung von Daten
(i) zum Vorkommen von allergenen Strukturen in den Insektenarten, die für die
Gewinnung von Insektenfraktionen genutzt werden sollen,
(ii) zur Exposition und Sensibilisierung im Menschen,
(iii) zum Einfluss technologischer Verfahren auf die Allergenität potentiell
allergener Strukturen.
- Untersuchung von Insekteninhaltsstoffen
(i) auf ihre Allergenität per se,
(ii) auf ihre Allergenität in Abhängigkeit von der An- oder Abwesenheit
koeextrahierter endogener, potentiell allergener Proteinstrukturen,
(iii) auf ihr immunmodulatorisches Potential als solches und in Komplexen mit
bekannten exogenen Allergenen, wie z.B. Vicilinen aus essbaren
Leguminosen.
- Erhebung von Daten
(i) zum Vorkommen von insektenspezifischen Toxinen in den Insektenarten,
die genutzt werden sollen,
(ii) zur Koextraktion oder Anreicherung von Toxinen und anderen kritischen
Komponenten bei einer Fraktionierung der Insekten.
- Entwicklung von Kriterien zur Bewertung der Eignung technologischer Verfahren zur
Gewinnung sicherer Insektenfraktionen und Insekteninhaltsstoffe unter Berücksichtigung
von Gefahrenanalysen, Ermittlung kritischer Kontrollpunkte und potentiell zu entwickelnden
Präventivprogrammen (HACCP-Konzept).
19
Tabelle 1: Insektenarten, die in wenigen Ländern der EU zum Verzehr angeboten werden bzw. als Lebensmittel genutzt werden könnten
Insektenart
Ordnung
Verzehrtes
Entwicklungsstadium
Relevante pathogene Mikroorganismen
Literatur
Acheta domesticus
(Heimchen, Cricket)
Gryllus assimilis
(Steppengrille, Field Cricket)
Gryllus bimaculatus
Orthoptera
(Langfühlerschrecken)
Orthoptera
(Langfühlerschrecken)
Orthoptera
(Langfühlerschrecken)
Orthoptera
(Langfühlerschrecken)
Imago (adulte Form)
Enterobacteriaceae (Klebsiella sp., Yersinia sp., Citrobacter sp.)
Potentieller Vektor für Abbreviata antarctica (experimentell)
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden
[133, 190]
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden,
neue Art von Spiroplasma sp. mit 95% Identität zu Spiroplasma platyhelix
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden
[191]
Orthoptera
(Kurzfühlerschrecke)
Imago (adulte Form)
[50, 154,
192-194]
Orthoptera
(Kurzfühlerschrecke)
Orthoptera
(Kurzfühlerschrecke)
Imago (adulte Form)
Enterobacteriaceae (Klebsiella sp., Klebsiella pneumoniae, Klebsiella oxytoca,
Yersinia sp., Enterobacter cloacae), Enterococcus sp., Pseudomonas aeruginosa
Vektor und Reservoir für vesicular stomatitis virus (VS)
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden
Imago (adulte Form)
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden
Orthoptera
(Kurzfühlerschrecke)
Imago (adulte Form)
Enterobacteriaceae (Enterobacter sp., Enterobacter liquefaciens, Klebsiella
pneumonia, Klebsiella oxytoca , Escherichia coli, Enterobacter cloacae,
Enterobacter agglomerans, Serratia marcescens, Citrobacter sp.), Bacillus
cerreus, Clostridium perfringens, Clostridium septicum, Clostridium difficile,
Clostridium sporogenes, Clostridium capitovale, Pseudomonas aeruginosa,
Acinetobacter sp., Enterococcus sp., Staphylococcus sp., Streptococcus sp.,
Rhodococcus sp.,
Achroia grisella
(Kleine Wachsmotte,
Lesser Wax Moth)
Bombyx mori (Seidenspinner,
Seidenraupe, Silkmoth)
Lepidoptera
(Schmetterlinge)
Raupe
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden
Lepidoptera
(Schmetterlinge)
Raupe,
Puppe ohne Kokon
Galleria melonella
(Große Wachsmotte,
Greater Wax Moth)
Lepidoptera
(Schmetterlinge)
Raupe
Enterobacteriaceae (Proteus vulgaris, Klebsiella pneumoniae, Citrobacter
freundii, Serratia liquefaciens, Serratia sp., Shigella sp., Enterobacter sp.,
Erwinia sp., Pantoea sp), Aeromonas sp., Pseudomonas aeruginosa,
Pseudomonas fluorescens, Clostridium sp., Bacillus sp., Bacillus circulans,
Staphylococcus sp., Streptococcus sp., Enterococcus sp., Enterococcus mundtii,
Acinetobacter sp., Moraxella sp., Aeromonas hydrophila, Actinobacteria
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden
Imbrasia bellina/Gonimbrasia
bellina,
(Mopani, Mopanewurm,
Emperor Moth)
Lepidoptera
(Schmetterlinge)
Gryllodes sigillatus
(Kurzflügelgrille,
Banded Cricket)
Locusta migratoria
(Wanderheuschrecke,
Migratory Locust)
Oxya fuscovittata
Schistocerca americana
(Amerikanische
Wüstenheuschrecke,
American Bird Grasshopper)
Schistocerca gregaria
(Wüstenheuschrecke,
Desert Locust)
Imago (adulte Form)
Imago (adulte Form)
Imago (adulte Form)
Raupe
Galleria melonella wird verbreitet als in vivo Infektionsmodell für pathogene
Bakterien und Pilze genutzt, da sich eine Vielzahl humanpathogener
Mikroorganismen leicht in dieser Insektenart vermehren lässt.
Alternaria sp., Aspergillus sp., Chaetomium sp., Drechslera sp., Penicillium sp.,
Fusarium sp., Mucor sp., Phoma, and
20
[195-198]
[52, 149,
199, 200]
[201-204]
[205]
Alphitobius diaperinus
(Getreideschimmelkäfer,
Litter Beetle)
Coleoptera
(Käfer)
Tenebrio molitor
(Mehlkäfer,
Yellow Meal Beetle)
Coleoptera
(Käfer)
Larve
(Mehlwurm)
Zophobas atratus
(Großer Schwarzkäfer,
Morio Beetle)
Coleoptera
(Käfer)
Larve
Atta laevigata
(Blattschneiderameise,
Leaf Cutter Ants)
Hymenoptera
(Hautflügler, Ameisen,
Bienen, Wespen)
Imago (adulte Form)
Aspergillus fumigatus, Aspergillus sclerotiorum und Penicillium sp.,
opportunistisch humanpathogene Pilze der Gattungen Cladophialophora,
Exophiala, Metarhizium, Ochroconis , Phialophora und Penidiella
[141, 145]
Hermetia illucens
(Soldatenfliege
black soldier fly)
Diptera
(Zweiflügler, Fliegen)
Larve
[88, 217220]
Musca domestica
(Große Stubenfliege, Housefly)
Diptera
(Zweiflügler, Fliegen)
Larve
Enterobacteriaceae (Klebsiella pneumoniae , Escherichia coli, Morganella
morganii, Klebsiella sp., Klebsiella granulomatis, Shigella sp., Proteus mirabilis,
Providencia rettgeri, Providencia stuartii, Citrobacter sp., Enterobacter sp.)
Enterococcus caccae, Clostridium sp., Bacillus sp., Strepptococcus sp.,
Pseudomonas sp., Staphylococcus sp., Corynebacterium sp., Acinetobacter sp.,
Wohlfahrtiimonas larvae sp. nov.
Potentieller Vektor für Ascaris suum (experimentell)
Häufig Übergang von allochthoner zu autochthoner Microbiota, je nach
Bedingungen der Anzucht: Enterobacteriaceae (Escherichia coli, Enterobacter
sp., Klebsiella sp., Citrobacter sp., Shigella sp., Morganella sp., Proteus sp.,
Providencia sp.)
Bacillus sp., Bacilius cereus, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa,
Streptococcus pyogenes, Streptococcus faecalis, Enterococcus sp.
Pilze wie Aspergillus tamari und Alternaria sp.,
Vektor für Escherichia coli O157:H7, Salmonella sp., Salmonella typhi, Yersinia
pseudotuberculosis,
Vektor für verschiedene Nematodenarten: Spulwurm (Ascaris lumbricoides),
Peitschenwurm (Trichuris trichiura) und Hakenwurm
Vektor für Circovirus, Subtypen des Vogelgrippevirus H5N7 und H7N1,
Verdacht als Vektor für Vibrio cholerae zu wirken
Blattella germanica
Küchenschabe
Blattodea (Schaben)
Imago (adulte Form)
Häufig Übergang von allochthoner zu autochthoner Microbiota, je nach
Bedingungen der Anzucht: Enterobacteriaceae (Escherichia coli, Salmonella sp.,
Klebsiella sp., Klebsiella pneumoniae, Enterobacter sp., Enterobacter aeroginus,
Enterobacter cloacae, Serratia sp., Serratia marcesens, Citrobacter sp.,
Citrobacter freundii, Proteus sp., Proteus mirabilis, Shigella sp.)
Enterococcaceae, Enterococcus sp., Staphylococcaceae sp., Staphylococcus
aureus, Streptococcus sp., Aeromonas sp., Pseudomonadaceae, Pseudomonas
sp., Pseudomonas aeruginosa, Haemophilus sp., Clostrdiales, Candida sp.,
Mucor sp., Penicillium sp., Aspergillus niger, Aspergillus fumigatus
[115, 150,
233-236]
Larve
(kleiner Mehlwurm)
Keine Daten zur autochthonen Mikrobiota vorhanden
Vektor für Salmonella enterica, Escherichia coli, Campylobacter jejuni,
Acinetobacter sp.
Aspergillus sp., Infectious Bursal disease virus (IBDV), Marek´s disease virus,
Turkey corona virus, Sporozoen: Coccidien (Eimeria)
Enterobacteriaceae (Salmonella sp., Erwinia sp., Pantoea sp.),
Staphylococcus sp., Haemophilus sp., Clostridium sp., Bacillus sp., Enterococcus
sp., Bacillus sp.
Vektor für Mycobacterium sp. (experimentell)
Vektor für Mycobacterium sp. (experimentell)
21
[111-114,
206-215]
[90, 139,
154, 216]
[216]
[95, 106,
109, 110,
126, 138,
221-232]
Periplaneta americana
Amerikanische Großschabe
Blattodea (Schaben)
Imago (adulte Form)
Je nach Bedingungen der Anzucht: Enterobacteriaceae (Escherichia coli,
Escherichia vulneris, Salmonella sp., Enterobacter aeroginus, Enterobacter
cloacae, Shigella flexneri, Klebsiella pneumoniae, Serratia marcesens,
Citrobacter freundii, Enterobacter cloacae, Providencia sp., Yersinia
pseudotuberculosis, Yersinia intermedia, Klebsiella sp., Klebsiella oxytoca,
Klebsiella planticola, Salmonella sp., Proteus sp., Proteus mirabilis, Proteus
vulgaris, Leclercia adecarboxylata, Rahnella aquatilis), Bacillus sp.,
Staphylococcus sp., Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis,
Enterococcus sp., Pseudomonas aeruginosa
Aspergillus niger, Mucor sp., Candida sp., Fusarium sp.,v Penicillium,
Spulwurm (Ascaris lumbricoides), Peitschenwurm (Trichuris trichiura), Coccidia,
Entamoeba histolytica, Enterobius vermicularis, Schistosoma haematobium,
Balantidium coli
22
[140, 231,
234, 236,
237]
Tabelle 2: Protein, Fett und Kohlenhydratgehalt (%) von einigen Insektenarten im Vergleich zu
Rind, Schwein, Huhn, Ei und Weizenmehl
Rindfleisch (mager)1
Rind
(Schlachtkörper)1
Schwein (mager)1
Schwein
(Schlachtkörper)1
Huhn1
Ei (roh)2
Vollkornweizenmehl2
Seidenraupenlarve,
frisch (Bombyx
mori)3-4
Heimchen, frisch
(Acheta
domesticus)3
Mehlwurmlarve,
frisch (Tenebrio
molitor)3
Seidenraupenlarve,
getrocknet (Bombyx
mori)3-4
Heimchen,
getrocknet (Acheta
domesticus)3
Mehlwurmlarve,
getrocknet (Tenebrio
molitor)3
Wasser
Protein
Fett
75,0
54,7
22,3
16,5
75,1
41,1
Asche
kJ/100g
1,8
28,0
1,2
0,8
485
1351
22,8
11,2
1,2
47
1,0
0,6
469
1975
75,0
75,8
11,7
82-87
22,8
12,6
10,7
8,8-9,3
0,9
9,9
2,4
1,2-4
0,8
74,1
4,4
1,2
0,8
1
1,1-1,4
439
594
1426
282
69,2
20,5
6,8
0,8
1,1
587
61,9
18,7
13,4
0,27
0,9
860
53,8-69,8
8,1-9,5
25,4
6,4-11,1
1630
66,6
22,1
2,6
3,6
1904
49,1
35,2
7,1
2,4
2258
Quellen: 1 - [238], 2 - [239], 3 - [25], 4 - [240].
23
Kohlenhydrate
Abbildung 1: Fließdiagramm zur Auswahl der Insektenart und der Verarbeitungsverfahren
Insekt
Auswahl der Insektenart und
des Entwicklungsstadiums
nach Sicherheits- und
Qualitätskriterien
Auswahl der Aufbereitungsund Verarbeitungsverfahren
nach Eigenschaften des
Ausgangsmaterials unter
Berücksichtigung von
Sicherheitsaspekten und
Verarbeitbarkeit, im Hinblick
auf die Sicherheit und die
ernährungsphysiologischen
und sensorischen
Eigenschaften des Produkts
Eier
Larve
Puppe
Imago
Eier
Nymphe
Imago
(holometabol)
(hemimetabol)
Verwendung Insekt
bzw. Insektenteile
Aufbereitung
(z.B. Reinigung,
Inaktivierung,
Klassierung)
Verarbeitung
(Haltbarmachung,
Dekontamination)
Fraktionierung
Reinheit
Nein
Gewährleistung sicherer
(mikrobiologisch,
toxikologisch, allergologisch)
und qualitativ hochwertiger
(verdaulicher, verwertbarer,
funktionaler) Produkte
Ja
Produkt
Insekten-basiertes
Produkt
24
Fraktion (Protein,
Lipid, Chitin,…)
Glossar
Allochthon
Zur allochthonen Mikrobiota zählen alle Mikroorganismen, die vorrübergehend
in einer bestimmten Umgebung, wie z.B. in einer bestimmten Insektenart, zu
finden sind.
Autochthon
Zur autochthonen Mikrobiota zählen alle Mikroorganismen, die stabil in einer
bestimmten Umgebung, wie z.B. in einer bestimmten Insektenart, zu finden sind.
CCPs
Critical Control Points
HACCP
Hazard Analysis and Critical Control Points-Konzept, Konzept zur
Gefahrenanalyse und zum Aufzeigen kritischer Kontrollpunkte in einer
Produktlinie, um durch präventive Maßnahmen Gefahren im Zusammenhang mit
Lebensmitteln zu vermeiden.
Hemimetabol
Hemimetabole Insekten entwickeln sich aus Eiern über Nymphen zur Adultform
(Imago).
Holometabol
Holometabole Insekten entwickeln sich aus Eiern über Larven bzw. Raupen und
Puppen zur Adultform.
Imago
Die geschlechtsreife Adultform von Insekten, die nach der Verpuppung oder der
letzten Häutung aus Jugendstadien hervorgehen.
IgE
Immunoglobulin E
Leitkeime
Mikroorganismen, welche bei einer bestimmten Erkrankung allein oder mit
anderen Mikroorganismen gehäuft auftreten und einer Erkrankung ihren
typischen Verlauf geben. In der Lebensmittelproduktion sind es Mikroorganismen
(meist Lebensmittel verderbend oder Zoonoseerreger), die in bestimmten
Lebensmitteln auftreten und anhand deren Inaktivierung eine effektive
Sterilisation des Lebensmittels nachgewiesen wird.
Mikrobiota
Eine Mikrobiota ist eine Lebensgemeinschaft von Mikroorganismen, die in einer
bestimmten Umgebung, wie z.B. in einer bestimmten Insektenart, vorkommen
und aufgrund gleicher Lebensansprüche abhängig oder unabhängig voneinander
existieren.
QPS
Qualified Presumption of Safety
TCA
Tri-Chlor-Essigsäure
Zoonoseerreger
Zoonoseerreger (griech. „zoon“ Lebewesen; „nosos“ Krankheit) sind
Krankheitserreger, die von Tier zu Mensch und von Mensch zu Tier übertragen
werden. In der Lebensmittelproduktion sind es Mikroorganismen, die über
Lebensmittel übertragen werden.
25
Literatur
1.
Anankware, P., et al., Insects as food and feed: a review. Int J Agric Res Rev, 2015. 3(1):
p. 143-151.
2.
Chakravorty, J., S. Ghosh, and V.B. Meyer-Rochow, Practices of entomophagy and
entomotherapy by members of the Nyishi and Galo tribes, two ethnic groups of the state
of Arunachal Pradesh (North-East India). Journal of Ethnobiology and Ethnomedicine,
2011. 7: p. 5.
3.
Srivastava, S.K., N. Babu, and H. Pandey, Traditional insect bioprospecting - As human
food and medicine. Indian Journal of Traditional Knowledge, 2009. 8(4): p. 485-494.
4.
Solomon, M. and N. Prisca, Nutritive value of Lepidoptara litoralia (edible caterpillar)
found in Jos Nigeria: implication for food security and poverty alleviation. African Journal
of Food, Agriculture, Nutrition and Development, 2012. 12(6): p. 6737-6747.
5.
Acuna, A.M., et al., Edible insects as part of the Traditional Food System of the Popoloca
Town of Los Reyes Metzontla, Mexico. Journal of Ethnobiology, 2011. 31(1): p. 150-169.
6.
Rumpold, B.A. and O.K. Schlüter, Nutritional composition and safety aspects of edible
insects. Molecular Nutrition & Food Research, 2013. 57: p. 802-823.
7.
Ramos-Elorduy, J., J.M. Pino-M, and S.C. Correa, Edible insects of the state of Mexico
and determination of their nutritive values. Anales del Instituto de Biologia Universidad
Nacional Autonoma de Mexico Serie Zoologia, 1998. 69(1): p. 65-104.
8.
DeFoliart, G., Insect Fatty Acids: Similar to Those of Poultry and Fish in Their Degree of
Unsaturation, but Higher in the Polyunsaturates. The Food Insects Newsletter, 1991.
4(1): p. 1-4.
9.
WHO, Protein and amino acid requirements in human nutrition: report of a joint
FAO/WHO/UNU expert consultation, in WHO technical report series. 2007.
10.
Terra, W.R. and C. Ferreira, INSECT DIGESTIVE ENZYMES - PROPERTIES,
COMPARTMENTALIZATION AND FUNCTION. Comparative Biochemistry and
Physiology B-Biochemistry & Molecular Biology, 1994. 109(1): p. 1-62.
11.
Watanabe, H. and G. Tokuda, Cellulolytic Systems in Insects, in Annual Review of
Entomology. 2010. p. 609-632.
12.
Lundy, M.E. and M.P. Parrella, Crickets are not a free lunch: protein capture from
scalable organic side-streams via high-density populations of Acheta domesticus. PLoS
One, 2015. 10(4): p. e0118785.
13.
Oonincx, D.G.A.B. and I.J.M. de Boer, Environmental Impact of the Production of
Mealworms as a Protein Source for Humans - A Life Cycle Assessment. Plos One, 2012.
7(12).
26
14.
Yates-Doerr, E., The world in a box? Food security, edible insects, and "One World, One
Health" collaboration. Soc Sci Med, 2015. 129: p. 106-12.
15.
Tabassum, A., T. Abbasi, and S.A. Abbasi, Reducing the global environmental impact of
livestock production: the minilivestock option. Journal of Cleaner Production, 2016. 112:
p. 1754-1766.
16.
van Huis, A., Potential of Insects as Food and Feed in Assuring Food Security, in Annual
Review of Entomology, M.R. Berenbaum, Editor. 2013. p. 563-583.
17.
van Huis, A., et al., Edible insects - Future prospects for food and feed security. FAO
Forestry paper. Vol. 171. 2013, Rome: FAO.
18.
Oonincx, D.G.A.B., et al., An Exploration on Greenhouse Gas and Ammonia Production
by Insect Species Suitable for Animal or Human Consumption. Plos One, 2010. 5(12).
19.
Belluco, S., et al., Edible Insects in a Food Safety and Nutritional Perspective: A Critical
Review. Comprehensive reviews in food science and food safety, 2013. 12: p. 296-313.
20.
FAFSC and SHC, Advice 14-2014 of the Scientific Committee of the FASFC and advice
SHC N° 9160 of the Superior Health Council on food safety aspects of insects intended
for human consumption. 2014: Brussels.
21.
Opperhuizen, A., Advisory report on the risks associated with the consumption of massreared insects. 2014, Dutch Office for Risk Assessment and Research: Utrecht.
22.
l`Anses, La valorisation des insectes dans l’alimentation et l’état des lieux des
connaissances scientifiques sur les risques sanitaires en lien avec la consommation des
insectes. 2015, l’Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation,de
l’environnement et du travail (anses): Maisons-Alfort.
23.
EFSA, Risk profile related to production and consumption of insects as food and feed.
EFSA Journal, 2015. 13(10).
24.
Payne, C.L., et al., A systematic review of nutrient composition data available for twelve
commercially available edible insects, and comparison with reference values. Trends in
Food Science & Technology, 2016. 47: p. 69-77.
25.
Finke, M.D., Complete nutrient composition of commercially raised invertebrates used as
food for insectivores. Zoo Biology, 2002. 21(3): p. 269-285.
26.
Nowak, V., et al., Review of food composition data for edible insects. Food chemistry,
2016. 193: p. 39-46.
27.
Johannsen, O.A., Stratiomyiid Larvae and Puparia of the north-eastern States. Journal of
the New York Entomological Society, 1922. 30: p. 141-153.
28.
Hamodrakas, S.J., J.H. Willis, and V.A. Iconomidou, A structural model of the chitinbinding domain of cuticle proteins. Insect Biochem Mol Biol, 2002. 32(11): p. 1577-83.
29.
Khoushab, F. and M. Yamabhai, Chitin research revisited. Mar Drugs, 2010. 8(7): p.
1988-2012.
27
30.
Willis, J.H., Structural cuticular proteins from arthropods: annotation, nomenclature, and
sequence characteristics in the genomics era. Insect Biochem Mol Biol, 2010. 40(3): p.
189-204.
31.
Bulet, P. and R. Stocklin, Insect antimicrobial peptides: structures, properties and gene
regulation. Protein Pept Lett, 2005. 12(1): p. 3-11.
32.
Chernysh, S., et al., Antiviral and antitumor peptides from insects. Proceedings of the
National Academy of Sciences of the United States of America, 2002. 99(20): p. 1262812632.
33.
Yi, H.-Y., et al., Insect antimicrobial peptides and their applications. Applied microbiology
and biotechnology, 2014. 98(13): p. 5807-5822.
34.
Valle, F.R.d., M.H. Mena, and H. Bourges, An investigation into insect protein. Journal of
Food Processing and Preservation, 1982. 6(2): p. 99-110.
35.
Ghaly, A.E. and F.N. Alkoaik, The Yellow Mealworm as a Novel Source of Protein.
American Journal of Agricultural and Biological Sciences 2009. 4(4): p. 319-331.
36.
Finke, M.D., Complete nutrient content of four species of commercially available feeder
insects fed enhanced diets during growth. Zoo Biol, 2015. 34(6): p. 554-64.
37.
Yi, L., et al., Extraction and characterisation of protein fractions from five insect species.
Food Chemistry, 2013. 141(4): p. 3341-3348.
38.
Mariod, A.A. and H. Fadul, Extraction and characterization of gelatin from two edible
Sudanese insects and its applications in ice cream making. Food Sci Technol Int, 2015.
21(5): p. 380-91.
39.
Ozimek, L., et al., Nutritive Value of Protein Extracted from Honey Bees. Journal of Food
Science, 1985. 50(5): p. 1327-1332.
40.
Cilia, M., et al., A Comparison of Protein Extraction Methods Suitable for Gel-Based
Proteomic Studies of Aphid Proteins. J Biomol Tech, 2009. 20(4): p. 201-215.
41.
Mariod, A.A., et al., Preparation and Characterization of Gelatins from Two Sudanese
Edible Insects Journal of Food Science and Engineering, 2011. 1: p. 45-55.
42.
Muzzarelli, R.A.A., et al., Current views on fungal chitin/chitosan, human chitinases, food
preservation, glucans, pectins and inulin: A tribute to Henri Braconnot, precursor of the
carbohydrate polymers science, on the chitin bicentennial. Carbohydrate Polymers,
2012. 87(2): p. 995-1012.
43.
Douglas, A.E., Multiorganismal insects: diversity and function of resident
microorganisms. Annual Review of Entomology, 2015. 60: p. 17-34.
44.
Krishnan, M., et al., Insect gut microbiome - An unexploited reserve for biotechnological
application. Asian Pac J Trop Biomed, 2014. 4(Suppl 1): p. S16-21.
45.
Dadd, R.H., Digestion in insects. Chemical Zoology, Arthropoda, Part A, ed. M. Florkin
and B.T. Scheer. Vol. V. 2012, New York, London: Academic Press. 117-145.
28
46.
Elpidina, E.N. and I.A. Goptar, Digestive peptidases in Tenebrio molitor and possibility of
use to treat celiac disease. Entomological Research, 2007. 37(3): p. 139.147.
47.
Goptar, I.A., et al., Localization of post-proline cleaving peptidases in Tenebrio molitor
larval midgut. Biochimie, 2008. 90(3): p. 508-14.
48.
Cristofoletti, P.T., A.F. Ribeiro, and W.R. Terra, The cathepsin L-like proteinases from
the midgut of Tenebrio molitor larvae: sequence, properties, immunocytochemical
localization and function. Insect Biochem Mol Biol, 2005. 35(8): p. 883-901.
49.
Prabhakar, S., et al., Sequence analysis and molecular characterization of larval midgut
cDNA transcripts encoding peptidases from the yellow mealworm, Tenebrio molitor L.
Insect Mol Biol, 2007. 16(4): p. 455-68.
50.
Su, L.J., et al., Cellulolytic activity and structure of symbiotic bacteria in locust guts.
Genet Mol Res, 2014. 13(3): p. 7926-36.
51.
Genta, F.A., et al., Potential role for gut microbiota in cell wall digestion and glucoside
detoxification in Tenebrio molitor larvae. J Insect Physiol, 2006. 52(6): p. 593-601.
52.
Anand, A.A., et al., Isolation and characterization of bacteria from the gut of Bombyx mori
that degrade cellulose, xylan, pectin and starch and their impact on digestion. J Insect
Sci, 2010. 10: p. 107.
53.
Kaur, R., N. Kaur, and A.K. Gupta, Structural features, substrate specificity, kinetic
properties of insect alpha-amylase and specificity of plant alpha-amylase inhibitors.
Pestic Biochem Physiol, 2014. 116: p. 83-93.
54.
Kouadio, E.J.P., et al., Novel α-Amylases Amy A1 and Amy A2 from digestive tract of
tropical house cricket Gryllodes sigillatus (Orthoptera: Gryllidae): hydrolysis and
transglycosylation reactions. Agriculture and Biology Journal of North America, 2012.
3(5): p. 198-207.
55.
Weidlich, S., K.H. Hoffmann, and J. Woodring, SECRETION OF LIPASES IN THE
DIGESTIVE TRACT OF THE CRICKET Gryllus bimaculatus. Arch Insect Biochem
Physiol, 2015. 90(4): p. 209-17.
56.
Arrese, E.L. and J.L. Soulages, Insect fat body: energy, metabolism, and regulation.
Annu Rev Entomol, 2010. 55: p. 207-25.
57.
Oonincx, D.G.A.B., Feed conversion efficiency, survival, crude protein content and lipid
composition of four insect species on diets composed of organic by-products. In: Insects
as food and feed: Nutrient composition and environmental impact. . 2015, Wageningen,
NL: Ageningen University.
58.
van Broekhoven, S., et al., Growth performance and feed conversion efficiency of three
edible mealworm species (Coleoptera: Tenebrionidae) on diets composed of organic byproducts. J Insect Physiol, 2015. 73: p. 1-10.
59.
Wu, S., Supercritical carbon dioxide extraction of oil from Clanis bilineata (Lepidoptera),
an edible insect. African Journal of Biotechnology, 2012. 11(20): p. 4607-4610.
29
60.
Pan, W.-J., et al., Supercritical Carbon Dioxide Extraction of the Oak Silkworm
(Antheraea pernyi) Pupal Oil: Process Optimization and Composition Determination.
International Journal of Molecular Sciences, 2012. 13(2): p. 2354-2367.
61.
Mariod, A.A., et al., Supercritical Carbon Dioxide Extraction of Sorghum Bug
(Agonoscelis pubescens) Oil Using Response Surface Methodology. Journal of the
American Oil Chemists Society, 2010. 87(8): p. 849-856.
62.
Tzompa-Sosa, D.A., et al., Insect lipid profile: aqueous versus organic solvent-based
extraction methods. Food Research International, 2014. 62: p. 1087-1094.
63.
Mustafa, N.E.M., A.A. Mariod, and B. Matthaeus, ANTIBACTERIAL ACTIVITY OF
ASPONGOPUS VIDUATUS (MELON BUG) OIL. Journal of Food Safety, 2008. 28(4): p.
577-586.
64.
Kinyuru, J.N., et al., Effect of Processing Methods on the In Vitro Protein Digestibility and
Vitamin Content of Edible Winged Termite (Macrotermes subhylanus) and Grasshopper
(Ruspolia differens). Food and Bioprocess Technology, 2010. 3(5): p. 778-782.
65.
Tiencheu, B., et al., Changes of lipids in insect (Rhynchophorus phoenicis) during
cooking and storage. European Journal of Lipid Science and Technology, 2013. 115(2):
p. 186-195.
66.
Lafont, R. and L. Dinan, Practical uses for ecdysteroids in mammals including humans:
And update. Journal of Insect Science (Tucson), 2003. 3(7 Cited March 21, 2003): p. 130.
67.
Dinan, L. and R. Lafont, Effects and applications of arthropod steroid hormones
(ecdysteroids) in mammals. Journal of Endocrinology, 2006. 191(1): p. 1-8.
68.
Nordentoft, S., et al., Accumulation of dioxins and PCB in house fly larvae (musca
domestica) reared in poultry manure and used in feed for organic laying hens, in
Proceedings of the 34th International Symposium on Halogenated Persistent Organic
Pollutants. 2014.
69.
Zhang, M., et al., Structure of insect chitin isolated from beetle larva cuticle and silkworm
(Bombyx Mori) pupa exuvia. International Journal of Biological Macromolecules, 2000.
27(1): p. 99-105.
70.
Aranaz, I., et al., Functional Characterization of Chitin and Chitosan. Current Chemical
Biology. Vol. 3. 2009: Bentham Science Publishers.
71.
Shahidi, F. and R. Abuzaytoun, Chitin, chitosan, and co-products: chemistry, production,
applications, and health effects. Advances in Food and Nutrition Research, 2005. 49: p.
93-137.
72.
Shahidi, F. and J. Synowiecki, ISOLATION AND CHARACTERIZATION OF NUTRIENTS
AND VALUE-ADDED PRODUCTS FROM SNOW CRAB (CHINOECETES-OPILIO) AND
SHRIMP (PANDALUS-BOREALIS) PROCESSING DISCARDS. Journal of Agricultural
and Food Chemistry, 1991. 39(8): p. 1527-1532.
30
73.
Zhang, A.-J., et al., Preparation and Characterisation of Food-Grade Chitosan from
Housefly Larvae. Czech Journal of Food Sciences, 2011. 29(6): p. 616-623.
74.
Galed, G., et al., Application of MRI to monitor the process of ripening and decay in citrus
treated with chitosan solutions. Magn Reson Imaging, 2004. 22(1): p. 127-37.
75.
Kaya, M., et al., Extraction and characterization of chitin and chitosan with antimicrobial
and antioxidant activities from cosmopolitan Orthoptera species (Insecta). Biotechnology
and Bioprocess Engineering, 2015. 20(1): p. 168-179.
76.
Kaya, M., et al., Physicochemical comparison of chitin and chitosan obtained from larvae
and adult Colorado potato beetle (Leptinotarsa decemlineata). Materials Science &
Engineering C-Materials for Biological Applications, 2014. 45: p. 72-81.
77.
Kaya, M., et al., Comparison of chitin structures isolated from seven Orthoptera species.
International Journal of Biological Macromolecules, 2015. 72: p. 797-805.
78.
Liu, S., et al., Extraction and Characterization of Chitin from the Beetle Holotrichia
parallela Motschulsky. Molecules, 2012. 17(4): p. 4604-4611.
79.
Paulino, A.T., et al., Characterization of chitosan and chitin produced from silkworm
crysalides. Carbohydrate Polymers, 2006. 64(1): p. 98-103.
80.
Bailey, S.E., et al., A review of potentially low-cost sorbents for heavy metals. Water
Research, 1999. 33(11): p. 2469-2479.
81.
Dapson, R.W., The history, chemistry and modes of action of carmine and related dyes.
Biotechnic & Histochemistry, 2007. 82(4-5): p. 173-187.
82.
IDRC, Carmine extraction technology. 1999, International Development Research
Centre: Ottawa, Canada.
83.
Wuthrich, B., M.K. Kagi, and W. Stucker, Anaphylactic reactions to ingested carmine
(E120). Allergy, 1997. 52(11): p. 1133-1137.
84.
Engel, P. and N.A. Moran, The gut microbiota of insects - diversity in structure and
function. FEMS Microbiol Rev, 2013. 37(5): p. 699-735.
85.
Dillon, R.J. and V.M. Dillon, The gut bacteria of insects: nonpathogenic interactions.
Annu Rev Entomol, 2004. 49: p. 71-92.
86.
Yun, J.H., et al., Insect gut bacterial diversity determined by environmental habitat, diet,
developmental stage, and phylogeny of host. Appl Environ Microbiol, 2014. 80(17): p.
5254-64.
87.
Dematheis, F., et al., Microbial communities associated with the larval gut and eggs of
the Western corn rootworm. PLoS One, 2012. 7(10): p. e44685.
88.
Jeon, H., et al., The intestinal bacterial community in the food waste-reducing larvae of
Hermetia illucens. Curr Microbiol, 2011. 62(5): p. 1390-9.
31
89.
Montagna, M., et al., Effects of the diet on the microbiota of the red palm weevil
(Coleoptera: Dryophthoridae). PLoS One, 2015. 10(1): p. e0117439.
90.
Jung, J., et al., Gut microbiota of Tenebrio molitor and their response to environmental
change. J Microbiol Biotechnol, 2014. 24(7): p. 888-97.
91.
Belda, E., et al., Microbial diversity in the midguts of field and lab-reared populations of
the European corn borer Ostrinia nubilalis. PLoS One, 2011. 6(6): p. e21751.
92.
Zheng, L., et al., A survey of bacterial diversity from successive life stages of black
soldier fly (Diptera: Stratiomyidae) by using 16S rDNA pyrosequencing. J Med Entomol,
2013. 50(3): p. 647-58.
93.
Fang, W., et al., Phylogenetic analysis of bacterial community in the gut of American
cockroach (Periplaneta americana). Wei Sheng Wu Xue Bao, 2013. 53(9): p. 984-94.
94.
Broderick, N.A., et al., Census of the bacterial community of the gypsy moth larval midgut
by using culturing and culture-independent methods. Appl Environ Microbiol, 2004. 70(1):
p. 293-300.
95.
Gupta, A.K., et al., Phylogenetic characterization of bacteria in the gut of house flies
(Musca domestica L.). FEMS Microbiol Ecol, 2012. 79(3): p. 581-93.
96.
Gupta, A.K., et al., Molecular phylogenetic profiling of gut-associated bacteria in larvae
and adults of flesh flies. Med Vet Entomol, 2014. 28(4): p. 345-54.
97.
Schauer, C., C. Thompson, and A. Brune, Pyrotag sequencing of the gut microbiota of
the cockroach Shelfordella lateralis reveals a highly dynamic core but only limited effects
of diet on community structure. PLoS One, 2014. 9(1): p. e85861.
98.
Liu, N., et al., Metagenomic insights into metabolic capacities of the gut microbiota in a
fungus-cultivating termite (Odontotermes yunnanensis). PLoS One, 2013. 8(7): p.
e69184.
99.
Otani, S., et al., Identifying the core microbial community in the gut of fungus-growing
termites. Mol Ecol, 2014. 23(18): p. 4631-44.
100.
Kautz, S., et al., Surveying the microbiome of ants: comparing 454 pyrosequencing with
traditional methods to uncover bacterial diversity. Appl Environ Microbiol, 2013. 79(2): p.
525-34.
101.
Tang, X., et al., Complexity and variability of gut commensal microbiota in polyphagous
lepidopteran larvae. PLoS One, 2012. 7(7): p. e36978.
102.
Bansal, R., et al., Hessian fly-associated bacteria: transmission, essentiality, and
composition. PLoS One, 2011. 6(8): p. e23170.
103.
Suh, S.O., N.H. Nguyen, and M. Blackwell, Yeasts isolated from plant-associated beetles
and other insects: seven novel Candida species near Candida albicans. FEMS Yeast
Res, 2008. 8(1): p. 88-102.
32
104.
Suh, S.O., et al., The beetle gut: a hyperdiverse source of novel yeasts. Mycol Res,
2005. 109(Pt 3): p. 261-5.
105.
Yu, C., et al., Streptomyces polyrhachii sp. nov., a novel actinomycete isolated from an
edible Chinese black ant (Polyrhachis vicina Roger). Antonie Van Leeuwenhoek, 2013.
104(6): p. 1013-9.
106.
Chaiwong, T., et al., The blow fly, Chrysomya megacephala, and the house fly, Musca
domestica, as mechanical vectors of pathogenic bacteria in Northeast Thailand. Trop
Biomed, 2014. 31(2): p. 336-46.
107.
Graczyk, T.K., R. Knight, and L. Tamang, Mechanical transmission of human protozoan
parasites by insects. Clin Microbiol Rev, 2005. 18(1): p. 128-32.
108.
Lima, W.R., et al., Ants in a hospital environment and their potential as mechanical
bacterial vectors. Rev Soc Bras Med Trop, 2013. 46(5): p. 637-40.
109.
Wasala, L., et al., Transfer of Escherichia coli O157:H7 to spinach by house flies, Musca
domestica (Diptera: Muscidae). Phytopathology, 2013. 103(4): p. 373-80.
110.
Forster, M., S. Klimpel, and K. Sievert, The house fly (Musca domestica) as a potential
vector of metazoan parasites caught in a pig-pen in Germany. Vet Parasitol, 2009.
160(1-2): p. 163-7.
111.
McAllister, J.C., C.D. Steelman, and J.K. Skeeles, Reservoir competence of the lesser
mealworm (Coleoptera: Tenebrionidae) for Salmonella typhimurium (Eubacteriales:
Enterobacteriaceae). J Med Entomol, 1994. 31(3): p. 369-72.
112.
McAllister, J.C., et al., Reservoir competence of Alphitobius diaperinus
(Coleoptera:Tenebrionidae) for Escherichia coli (Eubacteriales:Enterobacteriaceae). J
Med Entomol, 1996. 33(6): p. 983-7.
113.
Strother, K.O., C.D. Steelman, and E.E. Gbur, Reservoir competence of lesser
mealworm (Coleoptera: Tenebrionidae) for Campylobacter jejuni (Campylobacterales:
Campylobacteraceae). J Med Entomol, 2005. 42(1): p. 42-7.
114.
Skov, M.N., et al., The role of litter beetles as potential reservoir for Salmonella enterica
and thermophilic Campylobacter spp. between broiler flocks. Avian Dis, 2004. 48(1): p. 918.
115.
Menasria, T., et al., Bacterial load of German cockroach (Blattella germanica) found in
hospital environment. Pathog Glob Health, 2014. 108(3): p. 141-7.
116.
Ghosh, A., et al., Significance and survival of Enterococci during the house fly
development. J Med Entomol, 2014. 51(1): p. 63-7.
117.
Zurek, L. and A. Ghosh, Insects represent a link between food animal farms and the
urban environment for antibiotic resistance traits. Appl Environ Microbiol, 2014. 80(12): p.
3562-7.
118.
Kampen, H., [What makes an insect a vector?]. Berl Munch Tierarztl Wochenschr, 2009.
122(11-12): p. 451-7.
33
119.
Hogenhout, S.A., et al., Insect vector interactions with persistently transmitted viruses.
Annu Rev Phytopathol, 2008. 46: p. 327-59.
120.
Whitfield, A.E., B.W. Falk, and D. Rotenberg, Insect vector-mediated transmission of
plant viruses. Virology, 2015. 479-480C: p. 278-289.
121.
Parola, P., B. Davoust, and D. Raoult, Tick- and flea-borne rickettsial emerging
zoonoses. Vet Res, 2005. 36(3): p. 469-92.
122.
Wales, A.D., et al., Review of the carriage of zoonotic bacteria by arthropods, with
special reference to Salmonella in mites, flies and litter beetles. Zoonoses Public Health,
2010. 57(5): p. 299-314.
123.
Koura, E.A. and E.G. Kamel, A study of the protozoa associated with some harmful
insects in the local environment. J Egypt Soc Parasitol, 1990. 20(1): p. 105-15.
124.
Davari, B., S. Khodavaisy, and F. Ala, Isolation of fungi from housefly (Musca domestica
L.) at Slaughter House and Hospital in Sanandaj, Iran. J Prev Med Hyg, 2012. 53(3): p.
172-4.
125.
Phoku, J.Z., et al., Fungi in housefly (Musca domestica L.) as a disease risk indicator-A
case study in South Africa. Acta Trop, 2014. 140: p. 158-65.
126.
Adenusi, A.A. and T.O. Adewoga, Human intestinal parasites in non-biting synanthropic
flies in Ogun State, Nigeria. Travel Med Infect Dis, 2013. 11(3): p. 181-9.
127.
Azambuja, P., E.S. Garcia, and N.A. Ratcliffe, Gut microbiota and parasite transmission
by insect vectors. Trends Parasitol, 2005. 21(12): p. 568-72.
128.
Eilenberg, J., et al., Diseases in insects produced for food and feed. Journal of Insects as
Food and Feed, 2015. 1(2): p. 87-102.
129.
Almuzara, M.N., et al., First case of fulminant sepsis due to Wohlfahrtiimonas
chitiniclastica. J Clin Microbiol, 2011. 49(6): p. 2333-5.
130.
Rebaudet, S., et al., Wohlfahrtiimonas chitiniclastica bacteremia in homeless woman.
Emerg Infect Dis, 2009. 15(6): p. 985-7.
131.
Lacey, E.D., Manual of Techniques in Insect Pathlogy. Biological Techniques Series.
1997, Wapato, USA: Academic Press Elsevier Science.
132.
Post, K., et al., Fly larvae and pupae as vectors for scrapie. Lancet, 1999. 354(9194): p.
1969-1970.
133.
Ulrich, R.G., D.A. Buthala, and M.J. Klug, Microbiota Associated with the Gastrointestinal
Tract of the Common House Cricket, Acheta domestica. Appl Environ Microbiol, 1981.
41(1): p. 246-54.
134.
Bansal, R., et al., Pyrosequencing reveals the predominance of pseudomonadaceae in
gut microbiome of a gall midge. Pathogens, 2014. 3(2): p. 459-72.
34
135.
Tagliavia, M., et al., The gut microbiota of larvae of Rhynchophorus ferrugineus Oliver
(Coleoptera: Curculionidae). BMC Microbiol, 2014. 14: p. 136.
136.
Banjo, A.D., O.A. Lawal, and O.O. Adeduji, Bacteria and fungi isolated from housefly
(Musca domestica L.) larvae. African Journal of Biotechnology, 2005. 4 (8): p. 780-784.
137.
Banjo, A.D., O.A. Lawal, and A.I. Adeyemi, The Microbial Fauna Associated with the
Larvae of Oryctes Monocerus. Journal of Applied Sciences Research, 2006. 2(11): p.
837-843.
138.
Nazni, W.A., et al., Bacteria fauna from the house fly, Musca domestica (L.). Trop
Biomed, 2005. 22(2): p. 225-31.
139.
Klunder, H.C., et al., Microbiological aspects of processing and storage of edible insects.
Food Control, 2012. 26(2): p. 628-631.
140.
Akbari, S., et al., Aerobic Bacterial Community of American Cockroach Periplaneta
americana,a Step toward Finding Suitable Paratransgenesis Candidates. J Arthropod
Borne Dis, 2015. 9(1): p. 35-48.
141.
Duarte, A.P., et al., Leaf-cutting ants: an unexpected microenvironment holding human
opportunistic black fungi. Antonie Van Leeuwenhoek, 2014. 106(3): p. 465-73.
142.
Pagnocca, F.C., et al., Yeasts and filamentous fungi carried by the gynes of leaf-cutting
ants. Antonie Van Leeuwenhoek, 2008. 94(4): p. 517-26.
143.
McFrederick, Q.S., U.G. Mueller, and R.R. James, Interactions between fungi and
bacteria influence microbial community structure in the Megachile rotundata larval gut.
Proc Biol Sci, 2014. 281(1779): p. 20132653.
144.
Haeder, S., et al., Candicidin-producing Streptomyces support leaf-cutting ants to protect
their fungus garden against the pathogenic fungus Escovopsis. Proc Natl Acad Sci U S
A, 2009. 106(12): p. 4742-6.
145.
Guedes, F.L., D. Attili-Angelis, and F.C. Pagnocca, Selective isolation of dematiaceous
fungi from the workers of Atta laevigata (Formicidae: Attini). Folia Microbiol (Praha),
2012. 57(1): p. 21-6.
146.
Cazemier, A.E., et al., Bacteria in the Intestinal Tract of Different Species of Arthropods.
Microb Ecol, 1997. 33(3): p. 189-97.
147.
Douglas, A.E., Multiorganismal insects: diversity and function of resident
microorganisms. Annu Rev Entomol, 2015. 60: p. 17-34.
148.
Colman, D.R., E.C. Toolson, and C.D. Takacs-Vesbach, Do diet and taxonomy influence
insect gut bacterial communities? Mol Ecol, 2012. 21(20): p. 5124-37.
149.
Liang, X., et al., Microbial shifts of the silkworm larval gut in response to lettuce leaf
feeding. Appl Microbiol Biotechnol, 2014. 98(8): p. 3769-76.
150.
Perez-Cobas, A.E., et al., Diet shapes the gut microbiota of the omnivorous cockroach
Blattella germanica. FEMS Microbiol Ecol, 2015. 91(4).
35
151.
Vojvodic, S., S.M. Rehan, and K.E. Anderson, Microbial gut diversity of Africanized and
European honey bee larval instars. PLoS One, 2013. 8(8): p. e72106.
152.
Singh, B., et al., A metagenomic assessment of the bacteria associated with Lucilia
sericata and Lucilia cuprina (Diptera: Calliphoridae). Appl Microbiol Biotechnol, 2015.
99(2): p. 869-83.
153.
Moll, R.M., et al., Meconial peritrophic membranes and the fate of midgut bacteria during
mosquito (Diptera: Culicidae) metamorphosis. J Med Entomol, 2001. 38(1): p. 29-32.
154.
Stoops, J., et al., Microbial community assessment of mealworm larvae (Tenebrio
molitor) and grasshoppers (Locusta migratoria migratorioides) sold for human
consumption. Food microbiology, 2016. 53: p. 122-127.
155.
Nishimune, T., et al., Thiamin is decomposed due to Anaphe spp. entomophagy in
seasonal ataxia patients in Nigeria. J Nutr, 2000. 130(6): p. 1625-8.
156.
Karras, D.J., et al., Poisoning from "Spanish fly" (cantharidin). Am J Emerg Med, 1996.
14(5): p. 478-83.
157.
Till, J.S. and B.N. Majmudar, Cantharidin poisoning. South Med J, 1981. 74(4): p. 444-7.
158.
Tagwireyi, D., et al., Cantharidin poisoning due to "Blister beetle" ingestion. Toxicon,
2000. 38(12): p. 1865-9.
159.
Brown, W.V., et al., Chemical Composition and Taxonomic Significance of Defensive
Secretions of Some Australian Tenebrionidae (Coleoptera) J. Aust. ent. Soc., 1992. 31:
p. 79-89.
160.
Zagrobelny, M., et al., Toxic Moths: Source of a Truly Safe Delicacy. Journal of
Ethnobiology, 2009. 29(1): p. 64-76.
161.
Omotoso, O.T., Nutritional quality, functional properties and anti-nutrient compositions of
the larva of Cirina forda (Westwood) (Lepidoptera: Saturniidae). J Zhejiang Univ Sci B,
2006. 7(1): p. 51-5.
162.
Ekop, E.A., A.I. Udoh, and P.E. Akpan, Proximate and anti-nutrient composition of four
edible insects in Akwa Ibom State, Nigeria. World Journal od Applied Science and
Technology, 2010. 2(2): p. 224-231.
163.
Ekpo, K.E., Nutrient composition, functional properties and anti-nutrient content of
Rhynchophorus pheonicis (F) larva. Annals of Biological Research, 2010. 1(1): p. 178190.
164.
Ajayi, O.E., Biochemical analyses and nutritional content of four castes of subterranean
termites, Macrotermes subhyalinus (Rambur) (Isoptera: Termitidae): differences in
digestibility and anti-nutrient contents among castes. International Journal of Biology,
2012. 4(4): p. 54-59.
165.
Shantibala, T., R.K. Lokeshwari, and H. Debaraj, Nutritional and antinutritional
composition of the five species of aquatic edible insects consumed in Manipur, India.
Journal of Insect Science, 2014. 14.
36
166.
DeFoliart, G., Insects as food: Why the Western attitude is important. Annual Review of
Entomology, 1999. 44: p. 21-50.
167.
Ji, K.M., et al., Anaphylactic shock caused by silkworm pupa consumption in China.
Allergy, 2008. 63(10): p. 1407-8.
168.
Yew, K.L. and V.S. Kok, Exotic food anaphylaxis and the broken heart: sago worm and
takotsubo cardiomyopathy. Med J Malaysia, 2012. 67(5): p. 540-1.
169.
Choi, G.S., et al., Five cases of food allergy to vegetable worm (Cordyceps sinensis)
showing cross-reactivity with silkworm pupae. Allergy, 2010. 65(9): p. 1196-7.
170.
Leung, P.S., et al., IgE reactivity against a cross-reactive allergen in crustacea and
mollusca: evidence for tropomyosin as the common allergen. J Allergy Clin Immunol,
1996. 98(5 Pt 1): p. 954-61.
171.
Kamath, S.D., et al., Impact of heat processing on the detection of the major shellfish
allergen tropomyosin in crustaceans and molluscs using specific monoclonal antibodies.
Food Chem, 2013. 141(4): p. 4031-9.
172.
Hemmer, W., Insects as a cause for allergic reactions. Denisia, 2010(30): p. 381-409.
173.
Reese, G., R. Ayuso, and S.B. Lehrer, Tropomyosin: An invertebrate pan-allergen.
International Archives of Allergy and Immunology, 1999. 119(4): p. 247-258.
174.
Verhoeckx, K.C.M., et al., House dust mite (Der p 10) and crustacean allergic patients
may react to food containing Yellow mealworm proteins. Food and Chemical Toxicology,
2014. 65: p. 364-373.
175.
Calderon, M.A., et al., Respiratory allergy caused by house dust mites: What do we really
know? J Allergy Clin Immunol, 2015. 136(1): p. 38-48.
176.
Pomes, A. and L.K. Arruda, Investigating cockroach allergens: aiming to improve
diagnosis and treatment of cockroach allergic patients. Methods, 2014. 66(1): p. 75-85.
177.
Fukutomi, Y. and M. Taniguchi, Sensitization to fungal allergens: Resolved and
unresolved issues. Allergol Int, 2015. 64(4): p. 321-31.
178.
Commins, S.P. and T.A. Platts-Mills, Delayed anaphylaxis to red meat in patients with
IgE specific for galactose alpha-1,3-galactose (alpha-gal). Curr Allergy Asthma Rep,
2013. 13(1): p. 72-7.
179.
Platts-Mills, T.A., et al., Anaphylaxis to the carbohydrate side chain alpha-gal. Immunol
Allergy Clin North Am, 2015. 35(2): p. 247-60.
180.
Chung, K., et al., Identification of carmine allergens among three carmine allergy
patients. Allergy, 2001. 56(1): p. 73-77.
181.
Dubey, L.K., et al., Chitin enhances serum IgE in Aspergillus fumigatus induced allergy in
mice. Immunobiology, 2015. 220(6): p. 714-21.
37
182.
Zakzuk, J., et al., The influence of chitin on the immune response to the house dust mite
allergen Blo T 12. Int Arch Allergy Immunol, 2014. 163(2): p. 119-29.
183.
Moura, F.T., et al., Effects of a chitin-binding vicilin from Enterolobium contortisiliquum
seeds on bean bruchid pests (Callosobruchus maculatus and Zabrotes subfasciatus) and
phytopathogenic fungi (Fusarium solani and Colletrichum lindemuntianum). J Agric Food
Chem, 2007. 55(2): p. 260-6.
184.
Macedo, L.L., et al., Larvicidal effects of a chitin-binding vicilin from Erythrina velutina
seeds on the mediterranean fruit fly Ceratitis capitata. J Agric Food Chem, 2008. 56(3):
p. 802-8.
185.
Burks, A.W., et al., Recombinant peanut allergen Ara h I expression and IgE binding in
patients with peanut hypersensitivity. J Clin Invest, 1995. 96(4): p. 1715-21.
186.
Holzhauser, T., et al., Soybean (Glycine max) allergy in Europe: Gly m 5 (betaconglycinin) and Gly m 6 (glycinin) are potential diagnostic markers for severe allergic
reactions to soy. J Allergy Clin Immunol, 2009. 123(2): p. 452-8.
187.
Broekman, H., et al., Effect of thermal processing on mealworm allergenicity. Mol Nutr
Food Res, 2015. 59(9): p. 1855-64.
188.
van Broekhoven, S., et al., Influence of processing and in vitro digestion on the allergic
cross-reactivity of three mealworm species. Food Chem, 2016. 196: p. 1075-83.
189.
Verhoeckx, K.C., et al., Food processing and allergenicity. Food Chem Toxicol, 2015. 80:
p. 223-40.
190.
King, C., H.I. Jones, and C.Y. Tay, Arthropod intermediate hosts of Abbreviata antarctica
(Nematoda: Physalopteridae) in Australia. J Parasitol, 2013. 99(4): p. 708-11.
191.
Nai, Y.S., et al., A new spiroplasma isolate from the field cricket (Gryllus bimaculatus) in
Taiwan. J Invertebr Pathol, 2014. 120: p. 4-8.
192.
Zhao, Y., Z.H. Zhang, and G.J. Wang, Identification of the intestinal bacteria in Locusta
migratoria manilensis and their antagonism to Metarhizium anisopliae. Plant Protection,
2008. 34: p. 69-72.
193.
Shi, W., et al., Unveiling the mechanism by which microsporidian parasites prevent locust
swarm behavior. Proc Natl Acad Sci U S A, 2014. 111(4): p. 1343-8.
194.
Nunamaker, R.A., et al., Grasshoppers (Orthoptera: Acrididae) could serve as reservoirs
and vectors of vesicular stomatitis virus. J Med Entomol, 2003. 40(6): p. 957-63.
195.
Dillon, R. and K. Charnley, Mutualism between the desert locust Schistocerca gregaria
and its gut microbiota. Res Microbiol, 2002. 153(8): p. 503-9.
196.
Hunt, J. and K.A. Charnley, Abundance and distribution of the gut flora of the desert
locust, Schistocerca gregaria. Journal of Invertebrate Pathology, 1981. 38(3): p. 378-385.
38
197.
Stevenson, J.P., The normal bacterial flora of the alimentary canal of laboratory stocks of
the desert locust, Schistocerca gregaria Forskal. J Invertebr Pathol, 1966. 8(2): p. 20511.
198.
Stevenson, J.P., Motile streptococci from the desert locust, Schistocerca gregaria. J
Invertebr Pathol, 1966. 8(2): p. 258-9.
199.
Cappellozza, S., et al., Identification of Enterococcus mundtii as a pathogenic agent
involved in the "flacherie" disease in Bombyx mori L. larvae reared on artificial diet. J
Invertebr Pathol, 2011. 106(3): p. 386-93.
200.
Xiang, H., et al., Bacterial community in midguts of the silkworm larvae estimated by
PCR-DGGE and 16S rDNA gene library analysis. Acta Entomologica Sinica, 2007. 50(3):
p. 222-232.
201.
Evans, B.A. and D.E. Rozen, A Streptococcus pneumoniae infection model in larvae of
the wax moth Galleria mellonella. Eur J Clin Microbiol Infect Dis, 2012. 31(10): p. 265360.
202.
Fedhila, S., et al., Comparative analysis of the virulence of invertebrate and mammalian
pathogenic bacteria in the oral insect infection model Galleria mellonella. J Invertebr
Pathol, 2010. 103(1): p. 24-9.
203.
Glavis-Bloom, J., M. Muhammed, and E. Mylonakis, Of model hosts and man: using
Caenorhabditis elegans, Drosophila melanogaster and Galleria mellonella as model
hosts for infectious disease research. Adv Exp Med Biol, 2012. 710: p. 11-7.
204.
Mylonakis, E., Galleria mellonella and the study of fungal pathogenesis: making the case
for another genetically tractable model host. Mycopathologia, 2008. 165(1): p. 1-3.
205.
Simpanya, M.F., J. Allotey, and S.F. Mpuchane, A mycological investigation of phane, an
edible caterpillar of an emperor moth, Imbrasia belina. J Food Prot, 2000. 63(1): p. 13740.
206.
Bates, C., K.L. Hiett, and N.J. Stern, Relationship of Campylobacter isolated from poultry
and from darkling beetles in New Zealand. Avian Dis, 2004. 48(1): p. 138-47.
207.
Crippen, T.L., et al., The acquisition and internalization of Salmonella by the lesser
mealworm, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). Vector Borne Zoonotic
Dis, 2009. 9(1): p. 65-72.
208.
Hazeleger, W.C., et al., Darkling beetles (Alphitobius diaperinus) and their larvae as
potential vectors for the transfer of Campylobacter jejuni and Salmonella enterica serovar
paratyphi B variant Java between successive broiler flocks. Appl Environ Microbiol, 2008.
74(22): p. 6887-91.
209.
Leffer, A.M., et al., Vectorial competence of larvae and adults of Alphitobius diaperinus in
the transmission of Salmonella enteritidis in poultry. Vector Borne Zoonotic Dis, 2010.
10(5): p. 481-487.
39
210.
Roche, A.J., et al., Transmission of Salmonella to broilers by contaminated larval and
adult lesser mealworms, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). Poult Sci,
2009. 88(1): p. 44-8.
211.
Zheng, L., et al., Evaluation of Salmonella movement through the gut of the lesser
mealworm, Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). Vector Borne Zoonotic
Dis, 2012. 12(4): p. 287-92.
212.
McAllister, J.C., et al., Isolation of infectious bursal disease virus from the lesser
mealworm, Alphitobius diaperinus (Panzer). Poult Sci, 1995. 74(1): p. 45-9.
213.
Goodwin, M.A. and W.D. Waltman, Transmission of Eimeria, Viruses, and Bacteria to
Chicks: Darkling Beetles (Alphitobius diaperinus) as Vectors of Pathogens. J Appl Poult
Res, 1996. 5(1).
214.
Watson, D.W., J.S. Guy, and S.M. Stringham, Limited transmission of turkey coronavirus
in young turkeys by adult Alphitobius diaperinus (Coleoptera: Tenebrionidae). J Med
Entomol, 2000. 37(3): p. 480-3.
215.
Crippen, T.L., et al., Transient gut retention and persistence of Salmonella through
metamorphosis in the lesser mealworm, Alphitobius diaperinus (Coleoptera:
Tenebrionidae). J Appl Microbiol, 2012. 112(5): p. 920-6.
216.
Fischer, O.A., et al., Beetles as possible vectors of infections caused by Mycobacterium
avium species. Vet Microbiol, 2004. 102(3-4): p. 247-55.
217.
Lee, J.K., et al., Wohlfahrtiimonas larvae sp. nov., isolated from the larval gut of Hermetia
illucens (Diptera: Stratiomyidae). Antonie Van Leeuwenhoek, 2014. 105(1): p. 15-21.
218.
Zheng, L., et al., Bacteria mediate oviposition by the black soldier fly, Hermetia illucens
(L.), (Diptera: Stratiomyidae). Sci Rep, 2013. 3: p. 2563.
219.
Lalander, C., et al., Faecal sludge management with the larvae of the black soldier fly
(Hermetia illucens)--from a hygiene aspect. Sci Total Environ, 2013. 458-460: p. 312-8.
220.
Lalander, C.H., et al., High waste-to-biomass conversion and efficient Salmonella spp.
reduction using black soldier fly for waste recycling. Agronomy for Sustainable
Development, 2015. 35(1): p. 261-271.
221.
De Jesus, A.J., et al., Quantitative contamination and transfer of Escherichia coli from
foods by houseflies, Musca domestica L. (Diptera: Muscidae). Int J Food Microbiol, 2004.
93(2): p. 259-62.
222.
Farag, T.H., et al., Housefly population density correlates with shigellosis among children
in Mirzapur, Bangladesh: a time series analysis. PLoS Negl Trop Dis, 2013. 7(6): p.
e2280.
223.
Fotedar, R., et al., Vector potential of hospital houseflies with special reference to
Klebsiella species. Epidemiol Infect, 1992. 109(1): p. 143-7.
40
224.
Joyner, C., M.K. Mills, and D. Nayduch, Pseudomonas aeruginosa in Musca domestica
L.: temporospatial examination of bacteria population dynamics and house fly
antimicrobial responses. PLoS One, 2013. 8(11): p. e79224.
225.
Rahuma, N., et al., Carriage by the housefly (Musca domestica) of multiple-antibioticresistant bacteria that are potentially pathogenic to humans, in hospital and other urban
environments in Misurata, Libya. Ann Trop Med Parasitol, 2005. 99(8): p. 795-802.
226.
Sola-Gines, M., et al., Houseflies (Musca domestica) as Vectors for Extended-Spectrum
beta-Lactamase-Producing Escherichia coli on Spanish Broiler Farms. Appl Environ
Microbiol, 2015. 81(11): p. 3604-11.
227.
Wang, Y.C., et al., Transmission of Salmonella between swine farms by the housefly
(Musca domestica). J Food Prot, 2011. 74(6): p. 1012-6.
228.
Zurek, L., et al., Vector competence of Musca domestica (Diptera: Muscidae) for Yersinia
pseudotuberculosis. J Med Entomol, 2001. 38(2): p. 333-5.
229.
Nielsen, A.A., et al., Persistence of low-pathogenic avian influenza H5N7 and H7N1
subtypes in house flies (Diptera: Muscidae). J Med Entomol, 2011. 48(3): p. 608-14.
230.
Fotedar, R., Vector potential of houseflies (Musca domestica) in the transmission of
Vibrio cholerae in India. Acta Trop, 2001. 78(1): p. 31-4.
231.
Bouamamaa, L., et al., Antibiotic resistance patterns of bacterial strains isolated from
Periplaneta americana and Musca domestica in Tangier, Morocco. J Infect Dev Ctries,
2010. 4(4): p. 194-201.
232.
Szalanski, A.L., et al., Detection of Campylobacter and Escherichia coli O157:H7 from
filth flies by polymerase chain reaction. Med Vet Entomol, 2004. 18(3): p. 241-6.
233.
Elgderi, R.M., K.S. Ghenghesh, and N. Berbash, Carriage by the German cockroach
(Blattella germanica) of multiple-antibiotic-resistant bacteria that are potentially
pathogenic to humans, in hospitals and households in Tripoli, Libya. Ann Trop Med
Parasitol, 2006. 100(1): p. 55-62.
234.
Pai, H.H., W.C. Chen, and C.F. Peng, Cockroaches as potential vectors of nosocomial
infections. Infect Control Hosp Epidemiol, 2004. 25(11): p. 979-84.
235.
Salehzadeh, A., P. Tavacol, and H. Mahjub, Bacterial, fungal and parasitic contamination
of cockroaches in public hospitals of Hamadan, Iran. J Vector Borne Dis, 2007. 44(2): p.
105-10.
236.
Wannigama, D.L., R. Dwivedi, and A. Zahraei-Ramazani, Prevalence and Antibiotic
Resistance of Gram-Negative Pathogenic Bacteria Species Isolated from Periplaneta
americana and Blattella germanica in Varanasi, India. J Arthropod Borne Dis, 2014. 8(1):
p. 10-20.
237.
Isaac, C., et al., Comparative analysis of pathogenic organisms in cockroaches from
different community settings in Edo State, Nigeria. Korean J Parasitol, 2014. 52(2): p.
177-81.
41
238.
Heinz, G. and P. Hautzinger, Meat processing technology for small- to medium-scale
producers, F.R.O.f.A.a.t.P. (RAP), Editor. 2007, FAO Regional Office for Asia and the
Pacific (RAP): Bangkok.
239.
Saxholt, E., et al., Danish Food Composition Databank 2009, Department of Nutrition,
National Food Institute, Technical University of Denmark.
240.
Finke, M.D., Estimate of chitin in raw whole insects. Zoo Biology, 2007. 26(2): p. 105115.
42

Insekten gegründet

Arbeitsblatt: Schutz durch Tarnen & Warnen b) 3. 6.

Tombola mit vielen tollen Preisen • Kinderschminken • Hüpfburg

Inhaltsverzeichnis

Wollen Schweizer Konsument/innen Insekten essen?

Liebe Familien, in der nächsten Zeit werden wir gemeinsam mit den

Die Tricks der Plfanzen - Tödliche Fallen

Bericht Entomophagie

„Echte Insekten & Krabbeltiere der Welt“, publiziert von RBA

Gelenkte Sukzession Northeim 1 - Institut für allgemeine und