2015
Seminarprogramm
Seminarprogramm
2015
PromoCell GmbH
PromoCell Academy
Sickingenstr. 63/65
D-69126 Heidelberg
Tel. Deutschland Tel. Schweiz/Österreich e
LaborkuNrs
iveau
06221 – 649 34 46
+49 6221 – 649 34 46
auf höchstem
Email:[email protected]
www.promocell-academy.com
Zertifizierter Lerndienstleister nach
ISO 9001:2008 und ISO 29990:2010
PromoCell GmbH
PromoCell Academy
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Tel. Deutschland Tel. Schweiz/Österreich 06221 – 649 34 46
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PromoCell Academy
Laborkurse auf höchstem Niveau
Die PromoCell Academy bietet eine breite Palette interessanter Kurse an, die Grundlagen- und Spezialwissen vermitteln und in denen Sie unter kompetenter Anleitung unserer
Dozenten Ihre praktischen Fertigkeiten verbessern können.
Auch in diesem Jahr freuen wir uns, Ihnen in unserem
Seminarprogramm 2015 neue und altbekannte Kurse rund
um aktuelle Themen aus der Zellkultur, der Molekularbiologie, dem Qualitätsmanagement und der Mikrobiologie
anbieten zu können.
Unter der Anleitung unserer hochqualifizierten Dozenten
erwerben Sie Hintergrundwissen und praktische Fertigkeiten
zu den verschiedensten Themen. Dazu stehen Ihnen modern
ausgestattete Seminar- und Laborräume zur Verfügung. Die
hohe Qualität unserer Kurse ist uns dabei besonders wichtig.
Dr. Antje Fuhrmann
Leiterin der PromoCell Academy und
Dozentin für Zellkulturkurse
Wir sind nach den internationalen Normen ISO 29990 und
ISO 9001 zertifiziert.
Den idealen Rahmen für unsere Kurse bietet die wunderschöne Stadt Heidelberg mit der lebendigen Altstadt und
dem weltberühmten Schloss. Hier können Sie sich bei Ihrem
Aufenthalt richtig wohlfühlen.
Ich freue mich, Sie bald in einem unserer Kurse in Heidelberg
begrüßen zu dürfen.
Dr. Antje Fuhrmann
Leiterin der PromoCell Academy
2
Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
Über uns
A
B
C
D
1
Unsere Kurse finden Sie
auch online unter
www.promocell-academy.com
2
Was uns auszeichnet . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 6
ISO Zertifizierung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7
Unser Service . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8
Angebote für Firmenkunden . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 10
Allgemeine Zellkultur
1.1 1.2
1.3 1.4 1.5 1.6 1.7
1.8 1.9
1.10
1.11 1.12 1.13 6.16
8.4
8.5
11.1
11.2 11.3 11.4 11.5 Zellkultur Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15
Zellkultur Aufbaukurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16
Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17
Einrichtung eines Zellkulturlabors . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18
Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19
Zellkultur Labor-Kompaktkurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20
Zellkultur Trouble Shooting . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
Qualitätsmanagement in der Zellkultur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22
Zellkultur unter GMP . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24
Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung . . . . . . . . . . . . . . 25
Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen . . . . . . . . . . . . . . . . 26
Hypoxiemodelle in vitro . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27
STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik und Nachweis
von Kreuzkontamination in der Zellkultur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78
Industrielle Zellkulturtechnik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 98
Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 99
Cell Culture Basic Course
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 117
Aseptic Technique
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 118
Cell Culture Lab Compact Course
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 119
Cell Culture Trouble Shooting
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 120
Quality Management in Cell Culture Labs
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 121
Stammzellen, Primärzellen &
3D-Zellkultur
2.1
Primärzellkultur Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
2.2
Primärkultur aus Tumorgewebe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
2.3
Murine embryonale Stammzellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
2.4
Adulte und induzierte pluripotente Stammzellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
2.5 3D-Zellkultur Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
2.6Sphäroidkultur neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
2.7 Angiogenese-Modelle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
2.8Hautmodelle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
5.6
OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle . . . . . . . . . . .
29
30
31
32
33
34
35
36
60
Inhaltsverzeichnis
3
4
5
Zellanalyse und Signaling
3.1
Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.2
Colony Forming Unit (CFU) Assays neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.3
Immunzytochemische Färbemethoden neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.4
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.5
Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.6
Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.7Durchflusszytometrie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.8
Cell Sorting neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.9Signaltransduktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
3.10 Reaktive Sauerstoffspezies: Oxidativer Stress und wichtige Botenstoffe . .
3.11 Transfektion und Reportergenanalyse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
1.11 Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung . . . . . . . . . . . . . .
6.5
RNA Interferenz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
6.6
In situ Hybridisierung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
25
67
68
Mikroskopie
4.1
4.2
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51
Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52
Qualitätsmanagement
5.1
5.2
5.3
5.4
5.5
5.6
1.8
1.9
1.10
1.11
1.12 6.3
8.2
GLP und QM Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
GMP Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Qualifizierung und Validierung von Dampfsterilisationsprozessen
im Labor neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle . . . . . . . . . . .
Qualitätsmanagement in der Zellkultur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Zellkultur unter GMP . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung . . . . . . . . . . . . . .
Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen . . . . . . . . . . . . . . . .
Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs . . . . . . . . . .
Mikrobiologische Qualitätskontrolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
55
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3
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Inhaltsverzeichnis
Inhaltsverzeichnis
6
Unsere Kurse finden Sie
auch online unter
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7
8
Molekularbiologie und PCR
6.1
6.2
6.3
6.4
6.5
6.6
6.7
6.8
6.9
6.10
6.11
6.12
6.13
6.14
6.15
6.16
11.7
11.8
11.9
Molekularbiologie Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63
Molekularbiologie Trouble Shooting . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs . . . . . . . . . 65
Klonierungsstrategien . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66
RNA Interferenz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67
In situ Hybridisierung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 68
PCR- und Primer-Design . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69
PCR Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70
Real Time PCR Labor-Kurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 71
Real Time PCR Aufbaukurs: Genexpressionsanalyse neu . . . . . . . . . . . . . 72
Multiplex PCR Labor-Kurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73
PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik . . . . . . . . . . . 74
PCR und Real Time PCR: Trouble Shooting und neue Entwicklungen . . . . 75
DNA Sequenzierung Labor-Kurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 76
Next Generation Sequencing & Library Preparation . . . . . . . . . . . . . . . . . 77
STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik und Nachweis
von Kreuzkontamination in der Zellkultur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78
Cloning Strategies
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 123
PCR Basic Course
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 124
Epigenetics Lab Course
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 125
Proteinanalyse und Immunologie
7.1
Proteinreinigungs- und Analysemethoden . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81
7.2
SDS-PAGE Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82
7.3
Western Blot Labor-Kompaktkurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83
7.4
Isoelektrische Fokussierung im Polyacrylamidgel neu . . . . . . . . . . . . . . . . 84
7.5
2D-Gelelektrophorese Labor-Kurs neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85
7.6Protein-Microarrays neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
7.7
Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS und ESI-Quadrupol MS 87
7.8
Quantitative Massenspektrometrie in der Proteomanalytik neu . . . . . . . . 88
7.9
Enzymatische Analysen und Enzymkinetik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89
7.10 Immunhistochemie Färbemethoden . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 90
7.11 ELISA Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91
7.12 ELISA Aufbaukurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92
3.3
Immunzytochemische Färbemethoden neu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
11.10 ELISA Basic Course
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 126
11.11 ELISA Advanced Course
. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 127
Fermentation, Bioreaktoren &
Mikrobiologie
8.1
8.2
8.3
8.4
8.5
Mikrobiologie Basiskurs und Einführung in die Qualitätskontrolle . . . . . .
Mikrobiologische Qualitätskontrolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Grundlagen der mikrobiellen Fermentation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Industrielle Zellkulturtechnik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
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Inhaltsverzeichnis
9
10
11
Biomathematik und Statistik
9.1
Labormathematik Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
9.2Excel® Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
9.3
Biostatistik Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
9.4
Statistik mit Excel® . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
9.5Datenbankrecherche . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
9.6
Statistische Auswertung von Microarrays . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
101
102
103
104
105
106
Management und Soft Skills
10.1Zeitmanagement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
10.2Projektmanagement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
10.3Datenpräsentation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
10.4 Erfolgreich kommunizieren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
10.5 Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation . . . . . . . . . . . . . . . . . .
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
109
110
111
112
113
114
Courses in English
11.1
11.2
11.3
11.4
11.5
11.6
11.7
11.8
11.9
11.10
11.11
11.12
Cell Culture Basic Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Aseptic Technique . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Cell Culture Lab Compact Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Cell Culture Trouble Shooting . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Quality Management in Cell Culture Labs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Molecular Biology Basic Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Cloning Strategies . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
PCR Basic Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Epigenetics Lab Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
ELISA Basic Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
ELISA Advanced Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Western Blot Lab Course new . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
117
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121
122
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125
126
127
128
Anhang
Kurssysteme . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Jahresübersicht . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Schlagwortregister . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Distributoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Bildnachweis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Informationen zur Anmeldung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
130
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5
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Was uns auszeichnet
Was uns auszeichnet
Die PromoCell Academy ist erfolgreicher Anbieter von wissenschaftlich fundierten und
praxisorientierten Weiterbildungen. In unserem Seminarzentrum in Heidelberg präsentieren
wir Ihnen ein optimales Umfeld für professionelle Laborseminare.
Umfangreiches Kursangebot – aktuell und praxisnah
Wir bieten Ihnen ein breites Kursangebot rund um Methoden und Hintergrundwissen zur Anwendung in zellbiologischen,
molekularbiologischen und mikrobiologischen Laboren an. Die Kursinhalte orientieren sich stets am neuesten Stand der Wissenschaft und werden Ihnen kompetent und praxisnah vermittelt.
Hochqualifizierte Dozenten
Unsere Kurse werden von hochqualifizierten Dozenten aus Forschung und Industrie unterrichtet. Sie sind Experten auf ihrem
Gebiet und verfügen über langjährige praktische Erfahrung.
Kleine Gruppen – großer Lernerfolg
Wir legen größten Wert darauf, Ihnen für Ihr Seminar ideale Voraussetzungen zu bieten und Sie individuell und umfangreich
zu betreuen. Um das gewährleisten zu können, beschränken wir die Teilnehmerzahl und arbeiten ausschließlich in kleinen
Lerngruppen.
Service und Betreuung
Es ist uns wichtig, dass Sie sich bei uns rundum wohlfühlen und sich ganz auf Ihren Kurs konzentrieren können. Gerne sind wir
Ihnen bei der Hotelbuchung behilflich und holen Sie an den Kurstagen vom Bahnhof/Hotel ab und bringen Sie nach dem Kurs
wieder zurück. In den Pausen verwöhnen wir Sie mit kalten und warmen Getränken und einem reichhaltigen Mittagsbuffet.
Modern ausgestattete Laborarbeitsplätze
Die Laborräume der PromoCell Academy sind großzügig konzipiert und thematisch getrennt in ein Zellkulturlabor und ein
molekularbiologisch-biochemisches Labor mit jeweils acht Arbeitsplätzen. Ihr Arbeitsplatz wird von unseren Mitarbeitern
vorbereitet und nach dem Praxisteil aufgeräumt – Sie können sich voll und ganz auf Ihren Kurs konzentrieren.
Support auch nach der Schulung
Sehr häufig tauchen bestimmte Fragen zum Seminarthema erst auf, wenn die Teilnehmer in ihren beruflichen Alltag zurückgekehrt sind und das Gelernte umsetzen und anwenden möchten. Da wir Sie fortführend unterstützen möchten, stehen Ihnen
unsere Dozenten auch nach dem Kurs für Fragen zur Verfügung.
Virtueller 3D-Rundgang
www.promocell-academy.com/3D
ISO Zertifizierung
Wir sind ISO zertifiziert
Qualität ist uns wichtig. Wir sind nach der Norm ISO 29990:2010 – einer internationalen
Norm für Aus- und Weiterbildungsanbieter – sowie nach der Norm ISO 9001:2008 zertifiziert.
Was steckt hinter der ISO 29990?
Die ISO 29990 legt Qualitätsstandards in der Planung, der Durchführung und der Nachbereitung
von Seminaren in der Aus- und Weiterbildung fest.
Im Mittelpunkt steht der Teilnehmer
Ziel der ISO 29990 ist es, dem Teilnehmer ein effektives Lernen in einer positiven Atmosphäre zu
ermöglichen. Von der Planung, über die Durchführung bis zur Nachbereitung der Seminare, wird
dabei der komplette Lernprozess untersucht und von einer unabhängigen Stelle kontrolliert – mit
dem Ziel, das Kursangebot ständig zu verbessern.
Welche Vorteile haben Sie durch die Zertifizierung der PromoCell Academy?
Mit der erfolgreichen Zertifizierung haben wir bewiesen, was uns auch in der Vergangenheit
schon immer am wichtigsten war: Kurse in einer verlässlich hohen Qualität in einem positiven
Lernumfeld anzubieten.
7
8
Unser Service
Wir kümmern uns
gerne um Sie
Hotelorganisation
Gerne übernehmen wir für Sie die Hotelbuchung. Die von
uns empfohlenen Hotels liegen zentral in Heidelberg und
bieten Ihnen den optimalen Ausgangspunkt, um die Stadt zu
erkunden und den Seminartag ausklingen zu lassen.
Fahrdienst
Ihren Aufenthalt in Heidelberg möchten wir gerne so angenehm und unkompliziert wie möglich gestalten. Unser ShuttleService holt Sie von Ihrem Hotel ab und bringt Sie nach Ihrem
Kurs wieder ­zurück.
Verpflegung
Mittags erwartet Sie ein abwechslungsreiches Buffet, das für
jeden Geschmack etwas bereithält. In den Kaffeepausen verwöhnen wir Sie mit warmen und kalten Getränken, frischem
Obst und Gebäck.
Barbara Herkert
Service-Managerin und
„Gute Fee“
Unser Service
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Unser Team sorgt dafür, dass Sie sich rundum wohlfühlen und
sich während Ihres Aufenthalts ganz auf Ihren Kurs konzentrieren können.
Daniela Pfeifer
Anmeldung, Reise- und
Hotelorganisation
Jessica Meissner
Anmeldung, Reise- und
Hotelorganisation
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Angebote für Firmenkunden
In-house Seminare
Wir schulen auch in Ihren Räumen
Lassen Sie sich von den Schulungsprofis der PromoCell Academy einen Kurs ganz nach
Ihren Bedürfnissen und Zielsetzungen zusammenstellen. Seminare bei Ihnen vor Ort bieten
folgende Vorteile:
Individuelle Gestaltung
Inhalte, Dauer und Ablauf der Kurse werden von unseren Dozenten mit Ihnen bedarfsgerecht abgestimmt.
Authentische Bedingungen
Die praktischen Tätigkeiten finden im realen Arbeitsumfeld in Ihren Laboren statt.
Das erleichtert eine Fehlerkorrektur durch den Dozenten.
Komfortabel und effizient
Durch eine In-house Schulung entfallen zeit- und kostenintensive Reisen. Für Sie entsteht kein weiterer Aufwand.
Rufen Sie uns einfach unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an oder schicken Sie uns eine eMail an
[email protected] – Wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!
Angebote für Firmenkunden
11
Maßgeschneiderte Kurse in der PromoCell Academy
Sie möchten Ihr Team gerne zu einem bestimmten Thema schulen lassen? Für eine Schulung
in den eigenen Laboren haben Sie jedoch nicht ausreichend Platz zur Verfügung? Dann kommen Sie doch zu uns in die PromoCell Academy.
Maßgeschneiderte Praxis- und Theorie-Kurse
Sie geben uns gezielte Vorgaben bezüglich der Lernziele und wir entwickeln mit Ihnen zusammen die optimal an Ihre Bedürfnisse angepasste Mitarbeiterschulung. Von Grundlagenthemen bis hin zu Spezialkursen decken die Dozenten der PromoCell
Academy ein breites Spektrum ab.
Schulungsorganisation
Wir übernehmen die gesamte Schulungsorganisation und kümmern uns um alle Details, von der Erarbeitung des Konzepts
über die entsprechenden Schulungsunterlagen bis hin zur Verpflegung Ihrer Mitarbeiter.
Modern ausgestattete Labor- und Seminarräume
In unserem Seminarzentrum verfügen wir über ein Zellkultur- und ein molekularbiologisch-biochemisches Labor sowie zwei
Seminarräume für den theoretischen Unterricht. In den Laboren können Sie das erlernte Wissen anhand von praktischen
Experimenten vertiefen und festigen.
Rufen Sie uns einfach unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an oder schicken Sie uns eine eMail an
[email protected] – Wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!
Mitarbeiter-Schulung
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Angebote für Firmenkunden
Schulen Sie Ihr Vertriebsteam bei uns
Ihr Vertriebsteam muss sicher mit Ihren Produkten im Laborumfeld auftreten und Ihre Kunden praxisnah beraten? Dann ist sowohl Laborwissen wie auch praktische Erfahrung im Labor unerlässlich.
Praxis- und Theorie-Kurse nach Ihren Bedürfnissen
Wir entwickeln mit Ihnen gemeinsam ein individuelles Schulungskonzept für Ihr Vertriebsteam. Je nach Lernziel setzt sich der
Kurs aus einem theoretischen Teil und einem Praxisteil im Labor zusammen.
Ihre Produkte stehen im Mittelpunkt
Erleben Sie Ihre Produkte von der Anwenderseite. In unseren Laboren führen wir gemeinsam Experimente mit Ihren Produkten
und Geräten durch.
Langjährige Schulungserfahrung
Wir verfügen über langjährige Erfahrung in der Organisation und Umsetzung von Firmenschulungen.
Rufen Sie uns einfach unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an oder schicken Sie uns eine eMail an
[email protected] – Wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!
Vertriebsteam-Schulung
Angebote für Firmenkunden
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Vermietung unserer Räume
Unsere Räume stehen Ihnen zur Verfügung
Die Räumlichkeiten der PromoCell Academy können Sie auch für Ihr M
­ eeting, Ihre
Produktpräsentation oder Ihre Schulung anmieten. Wir kümmern uns um sämtliche
Rahmenbedingungen nach Ihren Wünschen.
Beste Ausstattung
Unsere großzügigen Laborräume sind aufgeteilt in ein Zellkulturlabor und ein molekularbiologisch-biochemisches Labor mit
jeweils acht Arbeitsplätzen. Die Schulungsräume sind hell und freundlich gestaltet und bieten Ihnen alles, was Sie für eine
­perfekte Multi­media-Präsentation benötigen.
Optimales Lernumfeld
Die PromoCell Academy bietet Ihnen ein optimales Lernumfeld. Gerne stellen wir Ihnen auch unser technisches Personal zur
fachlichen Betreuung Ihrer Gäste zur Verfügung.
Langjährige Erfahrung in der Veranstaltungsorganisation
Profitieren Sie von unserem umfangreichen Know-how bezüglich Organisation, Vorbereitung und Ablauf von ­Seminaren und
Meetings unterschiedlichster Ausrichtung.
Rufen Sie uns einfach unter der Telefonnummer 06221 / 649 34 46 an oder schicken Sie uns eine eMail an
[email protected] – Wir erstellen Ihnen gerne ein persönliches Angebot!
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Allgemeine Zellkultur
1
Allgemeine Zellkultur
1.1 Zellkultur Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15
1.2
Zellkultur Aufbaukurs . . . . . . . . . . . . . . . . . 16
1.3
Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs . . . . . . . . 17
1.4 Einrichtung eines Zellkulturlabors . . . . . . . . 18
1.5 Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs
19
1.6 Zellkultur Labor-Kompaktkurs . . . . . . . . . . 20
1.7
Zellkultur Trouble Shooting . . . . . . . . . . . . 21
1.8 Qualitätsmanagement in der Zellkultur . . . 22
1.9 Zellkultur unter GMP . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
1.10 Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore . . 24
1.11 Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und
Eliminierung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
1.12 Zellbanken und Kryokonservierung von
Zellkulturen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26
1.13 Hypoxiemodelle in vitro . . . . . . . . . . . . . . . 27
Allgemeine Zellkultur
1.1 Zellkultur Basiskurs
Inhalte und Lernziele
15
Theorie & Praxis
Neuen Mitarbeitern in der Zellkultur bleibt oft nichts anderes übrig,
als sich durch „Abschauen“ bei Kollegen die notwendigen Grundkenntnisse anzueignen. Oft fehlen aber in einer Arbeitsgruppe verbindliche
Standards, welche für die Vergleichbarkeit der Ergebnisse notwendig sind. In diesem
Kurs erlangen Sie das Grundwissen, um in der Zellkultur Ihre tägliche Arbeit sicher und
effizient gestalten zu können.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Sterile Arbeitstechnik und Kontaminationen
Inhaltsstoffe von Medien
Routinemethoden in der Zellkultur
Zelllinien
Primäre Zellen
Bestimmung der Zellzahl und Vitalitätstests
Cell banking
Im Praxisteil wird mit adhärenten und Suspensionszelllinien sowie mit primären Zellen
gearbeitet. Er umfasst:
Erlernen steriler Arbeitstechniken
Einfrieren, Auftauen und Subkultivieren von Zellen
Mediumwechsel bei adhärenten Zellen und Suspensionszellen
Isolation von primären humanen Zellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen ohne Vorkenntnisse oder mit
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie an der Ruhr-Universität Bochum und arbeitete
danach am Department of Neurology der University of California, San Francisco (UCSF)
in der Neuroimmunologie. Im Anschluss daran war sie als Produktmanager für Zellkulturprodukte bei der Greiner Bio-One GmbH beschäftigt. Ihre Doktorarbeit fertigte Dr.
Fuhrmann in dieser Zeit am Fraunhofer Institut für Grenzflächen und Bioverfahrenstechnik in der Abteilung Zellsysteme an. Sie beschäftigte sich dort mit dem Aufbau von
Bioreaktorsystemen für das Tissue Engineering und arbeitete mit primären Chondrozyten und mesenchymalen Stammzellen. Seit 2011 ist sie Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Aufbaukurs (S.16), Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.22), Primärzellkultur Basiskurs (S.29), Zellkultur unter GMP (S.23), 3D-Zellkultur Basiskurs (S.33),
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätsassays (S.42)
Termine
PA1011 24.02. – 27.02.2015
PA1012 19.05. – 22.05.2015
PA1013 15.09. – 18.09.2015
PA1014 24.11. – 27.11.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn (am ersten Tag)
9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den viertägigen Kurs 1.179,-­€ / 1.465,- CHF
(zzgl. MwSt.).
16
Allgemeine Zellkultur
1.2 Zellkultur Aufbaukurs
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Dieser Kurs ist für diejenigen geeignet, die ihr vorhandenes Zellkulturwissen ausbauen
und vertiefen möchten. Sie bekommen einen Überblick über die Standardisierung von
Zellkulturmethoden, komplexe Zellsysteme und weiterführende Nachweis- und Analysemethoden und führen diese an ausgewählten Beispielen selbst durch.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Standardisierung von Zellkulturmethoden
Zellsysteme
Einführung in die Transfektion von Zellen
Immunfluoreszenzfärbung von Zellen
Zellernte und Proteinnachweis
Der Praxisteil umfasst:
Durchführung einer Immunfluoreszenzfärbung
Transfektion von adhärenten Zellen
Luciferase assay
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Vorkenntnissen und praktischen Erfahrungen in der Zellkultur.
Dozent
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie an der Ruhr-Universität Bochum und arbeitete
danach am Department of Neurology der University of California, San Francisco (UCSF)
in der Neuroimmunologie. Im Anschluss daran war sie als Produktmanager für Zellkulturprodukte bei der Greiner Bio-One GmbH beschäftigt. Ihre Doktorarbeit fertigte Dr.
Fuhrmann in dieser Zeit am Fraunhofer Institut für Grenzflächen und Bioverfahrenstechnik in der Abteilung Zellsysteme an. Sie beschäftigte sich dort mit dem Aufbau von
Bioreaktorsystemen für das Tissue Engineering und arbeitete mit primären Chondrozyten und mesenchymalen Stammzellen. Seit 2011 ist sie Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Trouble Shooting (S.21), Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.22),
Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung (S.25), Primärzellkultur Basiskurs
(S.29), Zellkultur unter GMP (S.23)
Termine
PA1281 02.12. – 04.12.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € / 1.229,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Allgemeine Zellkultur
1.3 Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs
Inhalte und Lernziele
17
Theorie & Praxis
Die Zellkultur hat sich während der letzten Jahrzehnte zu einem vielseitigen und
immer komplexer werdenden Arbeitsgebiet entwickelt. In diesem Kurs erhalten Sie
einen Überblick über die verschiedenen Bereiche und Anwendungen in der Zellkultur:
Eigenschaften und sterile Handhabung von primären Zellen und Zelllinien werden
ebenso besprochen wie Grundlagen der 3-dimensionalen Zellkultur, Methoden zur
Standardisierung und Inhaltsstoffe von Medien und Reagenzien.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Zelllinien und Primärzellen
Grundlagen der 3-dimensionalen Zellkultur
Sterile Arbeitstechniken
Kontaminationen in der Zellkultur
Vitalitätstests
Überblick über Medien, Zusatzstoffe und Kulturgefäße in der Zellkultur
Grundzüge der Standardisierung der Zellkultivierung
Grundlagen der Kryokonservierung und des cell bankings
Der Praxisteil umfasst:
Sterile Arbeitstechniken in der Zellkultur
Kultivierung von Zelllinien und primären Zellen
Isolation von primären humanen Zellen
Zellvitalitäts-Assays
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Kenntnissen in der Zellkultur,
die sich einen Überblick über die verschiedenen Methoden in der Zellkultur verschaffen möchten.
Dozent
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie an der Ruhr-Universität Bochum und arbeitete
danach am Department of Neurology der University of California, San Francisco (UCSF)
in der Neuroimmunologie. Im Anschluss daran war sie als Produktmanager für Zellkulturprodukte bei der Greiner Bio-One GmbH beschäftigt. Ihre Doktorarbeit fertigte Dr.
Fuhrmann in dieser Zeit am Fraunhofer Institut für Grenzflächen und Bioverfahrenstechnik in der Abteilung Zellsysteme an. Sie beschäftigte sich dort mit dem Aufbau von
Bioreaktorsystemen für das Tissue Engineering und arbeitete mit primären Chondrozyten und mesenchymalen Stammzellen. Seit 2011 ist sie Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Aufbaukurs (S.16), Zellkultur Trouble Shooting (S.21), Qualitätsmanagement
in der Zellkultur (S.22), Zellkultur unter GMP (S.23), Primärzellkultur Basiskurs (S.29)
Termine
PA1271 23.06. – 26.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den viertägigen Kurs 1.179,- € / 1.465,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
18
Allgemeine Zellkultur
1.4 Einrichtung eines Zellkulturlabors
Inhalte und Lernziele
Theorie
Bei der Einrichtung eines neuen Zellkulturlabors gibt es viele Entscheidungen zu treffen, die später steriles und effizientes Arbeiten erleichtern. Falsche Entscheidungen
dagegen können das Risiko von Kontaminationen und die laufenden Kosten erhöhen
und den Routinebetrieb erschweren. Dieser Kurs gibt Ihnen eine Übersicht über
gängige Geräte und die effiziente Einrichtung eines Zellkulturlabors, damit Sie später
optimal ausgestattet sind.
Sie erhalten unter anderem einen Überblick über:
Räumliche Aufteilung eines Zellkulturlabors
Sterilwerkbänke
Inkubatoren
Geräte zur Zellzählung
Autoklaven
Zentrifugen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen ohne Vorkenntnisse oder mit
Grundkenntnissen in der Zellkultur, die ein Zellkulturlabor einrichten möchten.
Dozent
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie an der Ruhr-Universität Bochum und arbeitete
danach am Department of Neurology der University of California, San Francisco (UCSF)
in der Neuroimmunologie. Im Anschluss daran war sie als Produktmanager für Zellkulturprodukte bei der Greiner Bio-One GmbH beschäftigt. Ihre Doktorarbeit fertigte Dr.
Fuhrmann in dieser Zeit am Fraunhofer Institut für Grenzflächen und Bioverfahrenstechnik in der Abteilung Zellsysteme an. Sie beschäftigte sich dort mit dem Aufbau von
Bioreaktorsystemen für das Tissue Engineering und arbeitete mit primären Chondrozyten und mesenchymalen Stammzellen. Seit 2011 ist sie Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Basiskurs (S.15), Zellkultur Labor-Kompaktkurs (S.20), Primärzellkultur Basiskurs (S.29)
Termine
PA1031 23.02.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € / 485,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Allgemeine Zellkultur
1.5 Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
19
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen die Grundlagen des sterilen Arbeitens, damit Sie den
täglichen Umgang mit Zellkulturen sicherer und effizienter gestalten können. Sie
lernen das Funktionsprinzip Ihres wichtigsten Hilfsmittels in der Zellkultur - der
Sterilwerkbank - ausführlich kennen. Daraus leiten sich bestimmte Verhaltensregeln
für steriles Arbeiten ab, welche Sie in diesem Kurs intensiv üben.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Sterile Arbeitstechnik
Funktionsprinzip der Sterilwerkbank
Kontaminationen in der Zellkultur
Der Praxisteil umfasst:
Steriles Arbeiten mit Zellen
Auftauen von Zellen
Subkultivieren von Zellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen ohne Vorkenntnisse oder mit
Grundkenntnissen in der Zellkultur.
Dozent
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie an der Ruhr-Universität Bochum und arbeitete
danach am Department of Neurology der University of California, San Francisco (UCSF)
in der Neuroimmunologie. Im Anschluss daran war sie als Produktmanager für Zellkulturprodukte bei der Greiner Bio-One GmbH beschäftigt. Ihre Doktorarbeit fertigte Dr.
Fuhrmann in dieser Zeit am Fraunhofer Institut für Grenzflächen und Bioverfahrenstechnik in der Abteilung Zellsysteme an. Sie beschäftigte sich dort mit dem Aufbau von
Bioreaktorsystemen für das Tissue Engineering und arbeitete mit primären Chondrozyten und mesenchymalen Stammzellen. Seit 2011 ist sie Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Zellkultur Labor-Kompaktkurs (S.20)
Termine
PA1041 16.03.2015
PA104230.11.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn
9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € / 485,- CHF
(zzgl. MwSt.).
20
Allgemeine Zellkultur
1.6 Zellkultur Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Dieser Ein-Tages-Kompaktkurs vermittelt Ihnen die grundlegenden Methoden und
Techniken in der Zellkultur.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Sterile Arbeitstechnik
Routinemethoden in der Zellkultur
Der Praxisteil umfasst:
Auftauen von Zellen
Subkultivieren von Zellen
Einfrieren von Zellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit wenig Grundkenntnissen
in der Zellkultur, die ihr Wissen erweitern oder als Wiedereinsteiger ihre Kenntnisse
auffrischen möchten.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin in
Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in der
neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics, Angiogenese, Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist
sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs (S.19)
Termine
PA1071 17.03.2015
PA107201.12.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn
9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € / 485,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Allgemeine Zellkultur
1.7 Zellkultur Trouble Shooting
Inhalte und Lernziele
21
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen Kenntnisse und sichere Methoden zur Vermeidung
und zur Ursachenermittlung von schlechtem Zellwachstum und anderen gravierenden Problemen in der Zellkulturroutine. Im Praxisteil analysieren Sie die häufigsten
Ursachen von schlechtem Zellwachstum. Dazu gehören Anwendungsfehler beim
Subkultivieren, Einfrieren und Auftauen sowie bei der Aussaat von Zellen. Darüber
hinaus lernen Sie, Kontaminationen frühzeitig zu erkennen bzw. durch entsprechende
Vorgehensweisen im Vorfeld zu verhindern und die gezielte Ursachenforschung durch
lückenlose Dokumentation zu ermöglichen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der sterilen Arbeitstechnik und Kontaminationsprävention
Routinemethoden in der Zellkultur
Fehlerquellen bei Routinemethoden
Inhaltsstoffe von Medien
Bestimmung der Zellzahl und Vitalität
Kontaminationen in der Zellkultur
Erarbeitung eines trouble shooting guides
Dokumentation
Cell banking
Der Praxisteil umfasst unter anderem:
Auftauen von Zellen mit und ohne Fehlerprovokation
Subkultivieren von Zellen mit und ohne Fehlerprovokation
Einfrieren von Zellen mit und ohne Fehlerprovokation
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Vorkenntnissen in der
Zellkultur und praktischen Erfahrungen.
Dozent
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie an der Ruhr-Universität Bochum und arbeitete
danach am Department of Neurology der University of California, San Francisco (UCSF)
in der Neuroimmunologie. Im Anschluss daran war sie als Produktmanager für Zellkulturprodukte bei der Greiner Bio-One GmbH beschäftigt. Ihre Doktorarbeit fertigte Dr.
Fuhrmann in dieser Zeit am Fraunhofer Institut für Grenzflächen und Bioverfahrenstechnik in der Abteilung Zellsysteme an. Sie beschäftigte sich dort mit dem Aufbau von
Bioreaktorsystemen für das Tissue Engineering und arbeitete mit primären Chondrozyten und mesenchymalen Stammzellen. Seit 2011 ist sie Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Aufbaukurs (S.16), Qualitätsmanagement in der Zellkultur (S.22), 3D-Zellkultur Basiskurs (S.33)
Termine
PA1111 18.03. – 20.03.2015
PA1112 26.10. – 28.10.2015
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € / 1.229,- CHF
(zzgl. MwSt.).
22
Allgemeine Zellkultur
1.8 Qualitätsmanagement in der Zellkultur
Inhalte und Lernziele
Theorie
Standards in der Zellkultur zu definieren wird oftmals als sehr schwierig empfunden und ihre Etablierung daher oftmals aufgeschoben. Standards sind jedoch eine
unabdingbare Voraussetzung, um nachvollziehbare, objektive und reproduzierbare
Ergebnisse zu erhalten und um dauerhaft Kontaminationen zu vermeiden. In diesem
Kurs lernen Sie, Standardprozesse in der Zellkultur nach aktuellen Qualitätsrichtlinien
durchzuführen. Obwohl GMP und GLP Standards kein zentraler Punkt in diesem Kurs
sind, wird die Standardisierung u.a. in Form von SOPs dargestellt und orientiert sich
an den Richtlinien von cGLP / cGMP.
Themenschwerpunkte dieses Theoriekurses sind:
Standardisierung von Routinemethoden z.B. Passagieren, Einfrieren und Auftauen von Zellen
Überprüfung auf Kontaminationen mit Schwerpunkt Mykoplasmen
Qualitätskontrolle von Reagenzien in der Zellkultur, z.B. FCS
Vermeidung von Kreuzkontaminationen
Methoden zur Charakterisierung von Zellen
Sicherstellung gleichbleibender Qualität von Zelllinien
Cell banking
GMP- und GLP-Kurse finden Sie im Kapitel Qualitätsmanagement.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Vorkenntnissen in der Zellkultur, die die Qualität ihrer Zellkulturen verbessern möchten, aber nicht unter GMPoder GLP-Bedingungen arbeiten.
Dozent
Dr. Nicole Kühl promovierte 1999 als Zell- und Molekularbiologin an der Universität
Bremen. Anschließend wechselte sie an das Akademische Krankenhaus in Groningen und begann mit primären Gliazellen auf dem Gebiet der Multiplen Sklerose zu
arbeiten. Diese Forschung setzte sie ab 2003 auch an der Jacobs University Bremen
fort, wo sie eine Arbeitsgruppe leitete und als Dozentin Biochemie und Zellbiologie
unterrichtete. Von 2008 bis 2011 war Dr. Nicole Kühl Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse. Seit 2012 ist sie Inhaberin der Firma InCelligence*
(www.incelligence.de) und ist als Beraterin im Bereich Zellkultur QM tätig.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur unter GMP (S.23), GLP und QM Basiskurs (S.55)
Termine
PA1141 06.05. – 08.05.2015
PA1142 18.11. – 20.11.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 1.049,- € / 1.299,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Allgemeine Zellkultur
1.9 Zellkultur unter GMP
Inhalte und Lernziele
23
Theorie
In den geltenden Regularien für GMP gibt es bisher nur wenige und eher unspezifische Aussagen zur Zellkultur unter GMP. Die Festlegung von Standards und die spezifische Erstellung von SOPs unterscheiden sich daher von Firma zu Firma sehr stark.
Dieser Kurs gibt Ihnen einen Überblick und weist auf zellkulturspezifische kritische
Punkte bei der Umsetzung von GMP Richtlinien hin.
Themenschwerpunkte dieses Theoriekurses sind:
Überblick über die geltenden Richtlinien
Kritische Punkte für die Zellkultur
Validierung in der Zellkultur
Dokumentation in der Zellkultur
SOPs in der Zellkultur generell
SOPs für Routinemethoden in der Zellkultur
Cell banking
Sicherstellung gleichbleibender Qualität von Zelllinien
Kontaminationskontrollen und Mykoplasmentests
Allgemeine GMP- und GLP-Kurse finden Sie im Kapitel Qualitätsmanagement.
Zielgruppe
Technische Mitarbeiter/-innen sowie Laborleiter/-innen mit Vorkenntnissen in der
Zellkultur, die in ihrem Labor Zellkulturen unter GMP-Bedingungen lagern, kultivieren
und analysieren möchten.
Dozenten
Dr. Ralf Sanzenbacher ist stellvertretender Leiter des Fachgebiets Somatische Zelltherapeutika und Tissue Engineering am Paul Ehrlich Institut (PEI). Er ist zuständig für
Qualitäts- und präklinische Fragestellungen im Rahmen der Erteilung von Herstellungserlaubnissen, klinischen Prüfungen sowie Zulassungsverfahren über die europäische
Arzneimittelagentur EMA.
Dr. Herbert Weindorf von der Messer Group arbeitet seit über 20 Jahren im GMPregulierten Umfeld und ist langjähriger Dozent zu verschiedenen GMP Themen. Seit Juli
2012 ist er bei der Sandoz International GmbH als global GMP Auditor tätig.
Dr. Nicole Kühl war Leiterin der PromoCell Academy und ist seit 2012 Inhaberin der Firma InCelligence* (www.incelligence.de) und als selbstständige Dozentin und Beraterin
im Bereich Zellkulturkurse und Qualitätsmanagementseminare tätig.
Empfohlener Aufbaukurs
GMP Basiskurs (S.56)
Termine
PA1251
PA1252
21.04. – 24.04.2015
20.10. – 23.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den viertägigen Kurs 1.349,- € / 1.675,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
24
Allgemeine Zellkultur
1.10 Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Ziel von Hygienevorschriften und -maßnahmen ist u.a. die Sicherstellung von
Sterilität in Zellkulturen. Vielfach erscheint es aber schwierig, sinnvolle Vorschriften
für Zellkulturlabore zu erstellen und zu erkennen, welche Maßnahmen für das eigene
Labor richtig und zulässig sind. In diesem interaktiven Workshop werden neben den
theoretischen Grundlagen auch Fragestellungen mit Bezug zu Ihrem eigenen Zellkulturlabor erarbeitet.
Themenschwerpunkte der Theorieteile sind:
Überblick über die geltenden Richtlinien (GMP, ICH, BioStV, IfSG)
Keime (Bakterien, Mykoplasmen, Hefen, Pilze, Viren)
Risikoanalyse und Risikofaktoren (risk-based approach)
Abgeleitete Prinzipien der Hygiene und der sterilen Arbeitstechnik
Desinfektionsmittel und deren Auswahl
Persönliche Schutzausrüstung und Hygienekontrollen
Sterilitätsprüfungen und Eingangskontrollen (z.B. Mykoplasmentests)
Themenschwerpunkte der Praxisteile sind:
Erstellen eines Teils der Risikoanalyse des eigenen Labors
Laborworkshop Hygiene im Zellkulturlabor
Erstellung eines Hygieneplans und einer SOP-Vorlage für das eigene Labor
Laborworkshop sterile Arbeitstechnik in der Zellkultur
Erstellung einer SOP-Vorlage zur sterilen Arbeitstechnik
Zielgruppe
Technische Mitarbeiter/-innen sowie Laborleiter/-innen mit Vorkenntnissen in der
Zellkultur, die in ihrem Labor zur Kontaminationsvermeidung die Hygienemaßnahmen verbessern oder Zellkulturen unter GMP-Bedingungen lagern, kultivieren und
analysieren möchten.
Dozent
Dr. Nicole Kühl promovierte 1999 als Zell- und Molekularbiologin an der Universität
Bremen. Anschließend wechselte sie an das Akademische Krankenhaus in Groningen und begann mit primären Gliazellen auf dem Gebiet der Multiplen Sklerose zu
arbeiten. Diese Forschung setzte sie ab 2003 auch an der Jacobs University Bremen
fort, wo sie eine Arbeitsgruppe leitete und als Dozentin Biochemie und Zellbiologie
unterrichtete. Von 2008 bis 2011 war Dr. Nicole Kühl Leiterin der PromoCell Academy
und Dozentin für Zellkulturkurse. Seit 2012 ist sie Inhaberin der Firma InCelligence*
(www.incelligence.de) und ist als Beraterin im Bereich Zellkultur QM tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Qualifizierung und Validierung von Dampfsterilisationsprozessen im Labor (S.58)
Termine
PA1261 16.06. – 18.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 1.049,- € / 1.299,- CHF (zzgl.
MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Allgemeine Zellkultur
1.11 Mykoplasmen–Nachweis, Prävention und Eliminierung
Inhalte und Lernziele
25
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen die notwendigen Kenntnisse, um Kontaminationen durch
Bakterien und Mykoplasmen in der Zellkultur frühzeitig zu erkennen sowie praktikable Verfahren zu deren Prävention und Eliminierung in der täglichen Routinearbeit.
Neben den Auswirkungen auf die wissenschaftliche oder industrielle Arbeit werden
Kontaminationswege und Nachweisverfahren beschrieben. Ferner werden Verfahren
zur Entfernung von Mykoplasmen aus Kulturen diskutiert.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Ursachen von Kontaminationen mit Mykoplasmen
Auswirkungen von Kontaminationen auf die Zellkultur
Maßnahmen zur Prävention, Erkennung und Eliminierung von Kontaminationen
Methoden zum Mykoplasmen-Nachweis
Der praktische Teil umfasst:
Mykoplasmen-Nachweis mittels PCR
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Zellkultur.
Dozent
Dr. Till Winzer war nach seinem Studium der Biologie mit Schwerpunkt Botanik und
Mikrobiologie und anschließender Promotion bei der QIAGEN GmbH als Senior
Scientist in der Qualitätskontrolle beschäftigt. 2005 wechselte er als Qualitätsleiter für
den Bereich Mikrobiologie zu Pfizer Manufacturing Frankfurt und war danach in der
Forschungs- und Entwicklungsabteilung der Firma Biotest tätig, wo er molekularbiologisch basierte Testsysteme zum Nachweis von Mikroorganismen entwickelte. Von
August 2011 bis Januar 2014 arbeitete Dr. Winzer in der Abteilung für mikrobiologische Forschung und Entwicklung von Merck KGaA. Seit Februar 2014 ist er in der
mikrobiologischen Qualitätskontrolle von Merck beschäftigt.
Empfohlene Aufbaukurse
Zellkultur Trouble Shooting (S.21), Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen (S.26)
Termine
PA116119.10.2014
Kursbeginn 9:30 Uhr
Kursende ca. 17:00 Uhr
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 419,- € / 520,- CHF
(zzgl. MwSt.).
26
Allgemeine Zellkultur
1.12 Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen
Inhalte und Lernziele
Theorie
In diesem eintägigen Seminar erlernen Sie die Optimierung und Standardisierung der
Prozesse Einfrieren, Lagern und Auftauen von eukaryotischen Zellen. In diesem Kurs
wird besonders auf praktische Probleme eingegangen und wie diese vermieden werden können. Weiterhin erlernen Sie den Aufbau und die Struktur des professionellen
cell bankings.
Der Schwerpunkt liegt auf folgenden Themen:
Probenlagerung in flüssigem Stickstoff und in der Gasphase
Sicherheit im Umgang mit Tiefkälte
Qualitätskontrolle der Vorkultur
Optimierung des Einfrierprozesses (Einfriermedium, Zelldichte und Abkühlrate)
Sichere Lagerung (Lagerungsbedingungen und Überwachung)
Optimierung des Auftauprozesses (Temperatur, Geschwindigkeit der Erwärmung)
Zellbanken im pharmazeutischen Bereich
Qualitätsanforderungen und Prüfungen
Dokumentation und Datenbanken
Trouble shooting
Im praktischen Teil werden Temperaturprofile von verschiedenen Einfriermethoden
erstellt und verglichen.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die eukaryotische Zellen erfolgreich einfrieren und auftauen möchten oder den Prozess optimieren möchten und
einen Einstieg ins cell banking suchen.
Dozenten
Dr. Christoph Giese studierte an den Universitäten Gießen und Frankfurt Biologie.
Von 1994 bis 2000 war er wissenschaftlicher Mitarbeiter am Institut für Biochemie
der Justus-Liebig Universität Gießen. Im Jahr 2000 wechselte er zur Firma ProBioGen
AG und übernahm dort die Leitung der Gruppe Zellselektion, Primärzellkultur und
Tissue Engineering. Seit 2006 ist er bei ProBioGen Bereichsleiter für „Cell and Tissue
Services“ und seit 2008 auch verantwortlich für die Qualitätskontrolle.
Empfohlener Aufbaukurs
Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung (S.25)
Termine
PA117102.11.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 419,- € / 520,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Allgemeine Zellkultur
1.13 Hypoxiemodelle in vitro
Inhalte und Lernziele
27
Theorie & Praxis
Störungen der Durchblutung gehören zu den häufigsten Krankheiten unserer Zeit und
sind deshalb Gegenstand zahlreicher medizinischer Forschungsprojekte. Der infolge
der Minderdurchblutung auftretende Mangel an Sauerstoff und Nährstoffen führt in
den betroffenen Geweben oft zur Zellschädigung bis hin zum Zelltod. Im Gewebe des
Herzmuskels und im Zentralnervensystem ist diese Schädigung irreversibel. In anderen
Zelltypen kommt es hingegen zu einer Aktivierungs-Reaktion. Um die unterschiedlichen Reaktionen und die zugrunde liegenden Mechanismen zu untersuchen, sind
geeignete in vitro Modelle der Ischämie notwendig. Ziele des Kurses sind die Vermittlung theoretischer Grundlagen zu Hypoxie in Zelllinien und primären Zellkulturen, die
Darstellung verschiedener in vitro Hypoxiemodelle sowie die Einführung in geeignete
Messmethoden zur Detektion von Schädigungen.
Der theoretische Teil umfasst:
Hypoxierelevante Faktoren in der Zellkultur
Hypoxiemodelle mit und ohne Hypoxiekammer
Vergleich der Hypoxie in Zelllinien, primären Zellkulturen und postmitotischen Zellen
Modellierung der Hypoxiebedingungen
Methoden zur Bestimmung des Zellschadens
Der praktische Teil beinhaltet:
Hypoxie-Induktion ohne Hypoxiekammer
Vergleich von Zelltypen, u.a. primäre Neuronen und Endothelzellen
Auswertung der Effekte über LDH oder MTT-Assays
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Zellkultur und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Dorette Freyer studierte an der Karl-Marx-Universität Leipzig Biologie mit einem
Abschluss in Tierphysiologie. Seit 1993 arbeitet sie in der Experimentellen Neurologie
der Charité in Berlin, promovierte dort mit einem Thema zur bakteriellen Meningitis und arbeitet seit 2000 als Leiterin des Zellkulturlabors mit verschiedenen in vitro
Modellen zur Schlaganfallforschung.
Termine
PA1181
29.10. – 30.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
28
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.1 Primärzellkultur Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . 29
2.2 Primärkultur aus Tumorgewebe . . . . . . . . . 30
2.3
Murine embryonale Stammzellen . . . . . . . . 31
2.4 Adulte und induzierte pluripotente
Stammzellen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
2.5
3D-Zellkultur Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . 33
2.6
Sphäroidkultur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 34
2.7 Angiogenese-Modelle . . . . . . . . . . . . . . . . 35
2.8 Hautmodelle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.1 Primärzellkultur Basiskurs
Inhalte und Lernziele
29
Theorie & Praxis
Primärzellen haben eine hohe biologische Relevanz und lösen daher Zelllinien in
vielen Bereichen als Modellsystem ab. Allerdings können Fehler bei den Routinetätigkeiten zu niedrigen Anheftungsraten oder zu verlangsamtem Wachstum führen
und Zellstress kann die Ergebnisse von Experimenten beeinflussen. In diesem Kurs
lernen Sie die kritischen Schritte kennen und diese zu optimieren. Außerdem werden
die gängigsten Techniken zur Isolierung von primären Zellen aus humanem Gewebe
vermittelt: Explantattechnik und enzymatische Isolationstechnik werden exemplarisch
vorgestellt. Wir versorgen Sie mit weiteren Tipps und Tricks, wie und wann Sie eine
Charakterisierung der Kulturen durchführen und wie Sie Kontaminationen mit Fremdzellen vermeiden bzw. identifizieren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Einführung in die Primärzellkultur
Routinemethoden in der Primärzellkultur
Bioethik, Beschaffung von Gewebe
Isolation, Reinigung und Charakterisierung von primären Zellen
Kontaminationen in der Zellkultur
Der Praxisteil umfasst:
Auftauen und Subkultivieren von primären Zellen
Enzymatische Isolation von primären Zellen
Herstellung von Explantaten
Aufreinigung von Zellen mittels beads-Technologie
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Zellkultur und praktischer Erfahrung, die ihr Wissen im Bereich Primärzellkultur
erweitern möchten.
Dozent
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie in Bochum und arbeitete danach am Department of Neurology der University of California, San Francisco (UCSF). Im Anschluss daran war sie als Produktmanager für Zellkulturprodukte bei der Greiner Bio-One GmbH
beschäftigt. Ihre Doktorarbeit fertigte Dr. Fuhrmann in dieser Zeit am Fraunhofer Institut für Grenzflächen und Bioverfahrenstechnik in der Abteilung Zellsysteme an. Sie beschäftigte sich dort mit dem Aufbau von Bioreaktorsystemen für das Tissue Engineering
und arbeitete mit primären Chondrozyten und mesenchymalen Stammzellen. Seit 2011
ist sie Leiterin der PromoCell Academy und Dozentin für Zellkulturkurse.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Primärkultur aus Tumorgewebe (S.30)
Termine
PA2011 21.04. – 22.04.2015
PA2012 20.10. – 21.10.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € / 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
30
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.2 Primärkultur aus Tumorgewebe
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Seit der Charakterisierung der ersten humanen Tumorzelllinie, HeLa (1951), sind unzählige Zelllinien etabliert worden. Heute ist ein breites Spektrum an Tumorzellen in
Zellbanken verfügbar. In diesem Kurs erlernen und trainieren Sie grundlegende Techniken für die Arbeit mit bereits etablierten, kontinuierlich wachsenden Tumorzelllinien.
Außerdem lernen Sie die Methoden zum erfolgreichen Ansetzen von Primärkulturen
aus Tumorgewebe, um daraus neue Zelllinien oder kontinuierliche Zelllinien zu entwickeln. Auf Methoden zur Trennung der Tumorzellen von unerwünschten Fibroblasten, Methoden der Charakterisierung und der Kryokonservierung wird detailliert
eingegangen.
Der Praxisteil umfasst:
Kultivierung von Tumorzelllinien
Primärkultur aus Tumorgewebe
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Zellkultur.
Dozent
Mag. Dr. Gert Schwach studierte in Graz Mikrobiologie und fertigte seine Diplomarbeit am Institut für Pathophysiologie und Immunologie der Medizinischen Universität
Graz an. 2007 promovierte er am Institut für Molekularbiologie und Biochemie. Danach kehrte er ans Institut für Pathophysiologie und Immunologie zurück und arbeitet
seitdem als Post-Doc in der Arbeitsgruppe von Frau Prof. Pfragner in der Zellkultur.
Seine Forschungsschwerpunkte sind die Multiple Endokrine Neoplasie, Drug Resistance, Apoptose und die Etablierung von Tumorzelllinien sowie das Transfizieren von
Zellen. 2012 war er für vier Monate als Postdoc am Department of Surgery an der Yale
University School of Medicine um neue neuroendokrine Tumorzelllinien zu etablieren.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Primärzellkultur Basiskurs (S.29)
Termine
PA2111 22.10. – 23.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € / 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.3 Murine embryonale Stammzellen
Inhalte und Lernziele
31
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen spezifische Kenntnisse im Umgang mit einer pluripotenten Stammzelllinie (ESCs) aus der Maus. Schwerpunkt des Kurses sind Hintergründe
und Anwendungsmöglichkeiten von ESCs. Sie erlernen Kultivierungstechniken, um
die Zellen langfristig undifferenziert in Kultur halten zu können sowie Protokolle zur
gezielten Differenzierung der Stammzellen. Es werden optimale Ablaufpläne sowie
wichtige Tipps und Tricks im Umgang mit diesen Zellen vermittelt.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Was sind embryonale Stammzellen?
Gesetzliche Bestimmungen
Kultivierung von murinen embryonalen Stammzellen
Welche Wege der gezielten Differenzierung gibt es?
Im praktischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Kultivierung von feeder layern und deren Inaktivierung
Pflege der embryonalen Stammzellen
Verschiedene Kultivierungsschritte
Beschichten und Plattieren für/von EB´s (Embryonic Bodies)
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellkultur.
Dozent
PD Dr. Annette Schmidt studierte Biologie in Köln und fertigte 2003 ihre Promotion
am Institut für Anatomie und Zellbiologie der Universität zu Köln mit dem Thema
„The vascular development is modulated by endostatin and restin“ an. Von 2004 bis
2007 arbeitete sie als Post-Doc am Institut für molekulare und zelluläre Sportmedizin
der Deutschen Sporthochschule Köln, wo sie 2008 im Bereich der Stammzellbiologie
und molekularen Zellbiologie habilitierte. Von 2007 bis 2010 arbeitete sie als Qualitätsmanagementbeauftragte bei der Firma TumorTec in Köln und wechselte 2010 an
das Institut für Pharmakologie und Toxikologie der Bundeswehr in München, wo sie
als Arbeitsgruppenleiterin im Bereich des molekularen Verständnis der Stammzellschädigung tätig ist.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Adulte und induzierte pluripotente Stammzellen (S.32)
Termine
PA2171 24.09. – 25.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
32
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.4 Adulte und induzierte pluripotente Stammzellen
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen umfassende Kenntnisse auf dem Gebiet der adulten
Stammzellen mit dem Schwerpunkt auf mesenchymalen Stammzellen (MSC`s) und
induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS).
Neben der Erzeugung von iPS bzw. der Gewinnung von MSC`s, erfahren Sie mehr
über Hintergründe und Anwendungsmöglichkeiten, Selektion, Austestung optimaler
Medien sowie über die Kultivierung dieser Stammzellen. Weitere Themen des Kurses
sind Qualitätskontrollen sowie gezielte Differenzierungsmöglichkeiten in verschiedene
Zelltypen und deren gängige Nachweisverfahren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Was sind iPS und MSC´s?
Erzeugung von iPS
Quellen für die Gewinnung der MSC´s
Was gibt es bei der Kultivierung adulter Stammzellen zu beachten?
Induktion der Differenzierung
Qualitätskontrollen bei Stammzellen
Wie überprüft man das Differenzierungspotential der Stammzellen?
Bei welchen klinischen Studien finden adulte Stammzellen Anwendung
Im praktischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Isolieren und Selektieren von Stammzellen
Kultivieren von Stammzellen
Beurteilen der Zellmorphologie
Differenzieren von Stammzellen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellkultur.
Dozent
PD Dr. Annette Schmidt studierte Biologie in Köln und fertigte 2003 ihre Promotion
am Institut für Anatomie und Zellbiologie der Universität zu Köln mit dem Thema
„The vascular development is modulated by endostatin and restin“ an. Von 2004 bis
2007 arbeitete sie als Post-Doc am Institut für molekulare und zelluläre Sportmedizin
der Deutschen Sporthochschule Köln, wo sie 2008 im Bereich der Stammzellbiologie
und molekularen Zellbiologie habilitierte. Von 2007 bis 2010 arbeitete sie als Qualitätsmanagementbeauftragte bei der Firma TumorTec in Köln und wechselte 2010 an
das Institut für Pharmakologie und Toxikologie der Bundeswehr in München, wo sie
als Arbeitsgruppenleiterin im Bereich des molekularen Verständnis der Stammzellschädigung tätig ist.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Murine embryonale Stammzellen (S.31), Colony Forming Unit (CFU) Assays (S.40)
Termine
PA2161 24.03. – 25.03.2015
PA2162 22.09. – 23.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.5 3D-Zellkultur Basiskurs
Inhalte und Lernziele
33
Theorie & Praxis
Viele wissenschaftliche Fragestellungen können nicht mit 2D-Zellkultursystemen beantwortet werden. Dazu gehören z.B. der Einfluss der dreidimensionalen Anordnung
auf Zellfunktionen oder die Untersuchung von Interaktionen auf Zellen untereinander.
Dafür benötigt man 3D-Zellkulturen, die im Vergleich zu 2D-Zellkulturen die in vivo
Situation genauer simulieren und daher die Übertragbarkeit der Ergebnisse erhöhen.
Im theoretischen Teil werden unter anderem folgende Themen behandelt:
Vergleich verschiedener 3D-Modelle
3D-Modelle aus mehreren Zelltypen
Primäre Zellen für die 3D-Zellkultur
Trägermaterialien
Auswertung von 3D-Experimenten
Der Praxisteil umfasst:
Isolation von primären Zellen für den Aufbau eines 3D-Modells
Migration von Zellen in einem 3D-Zellkultursystem
Aufbau von 3D-Zellmodellen am Beispiel eines Hautmodells
Sphäroidkulturen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Vorkenntnissen in der Zellkultur, die dreidimensionale Zellmodelle in ihrem Labor etablieren möchten.
Dozent
Dr. Michaela Kaufmann studierte an der Universität Stuttgart technische Biologie und
promovierte in der Abteilung Zellsysteme am Fraunhofer Institut für Grenzflächen- und
Bioverfahrenstechnik (IGB) in Stuttgart. Seit 2000 arbeitet sie an der Entwicklung und
Etablierung von Hautmodellen und 3D-Testsystemen und war Gruppenleiterin für in
vitro Hautmodelle in der Abteilung Zellsysteme.
Dr. Antje Fuhrmann studierte Biochemie in Bochum und arbeitete im Anschluss daran
an der University of California, San Francisco. Danach war sie als Produktmanagerin für
Zellkulturprodukte bei Greiner Bio-One beschäftigt. In ihrer Promotion am Fraunhofer
IGB beschäftigte sie sich mit dreidimensionalen Kultivierungssystemen für Knorpelzellen
und Differenzierungsmodellen für mesenchymale Stammzellen. Seit 2011 ist sie Leiterin
der PromoCell Academy und Dozentin für Zellkulturkurse.
Empfohlene Aufbaukurse
Angiogenese-Modelle (S.35), Hautmodelle (S.36), Sphäroidkultur (S.34)
Termine
PA1191 11.11. – 13.11.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € / 1.229,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
34
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.6 Sphäroidkultur
Inhalte und Lernziele
neu
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen spezifische Kenntnisse, um in Ihrem Zellkulturlabor Versuche zur Bildung von Zellsphäroiden und deren weitere funktionelle und histologische
Charakterisierung durchführen zu können. Im Kurs erhalten Sie einen theoretischen
Einblick in die Aufgaben und Funktionen des Endothels, die Mechanismen der Blutgefäßbildung, die Bedeutung der Blutgefäße für das Tumorwachstum sowie in zelluläre
Interaktionsmechanismen von Tumoren mit dem vaskulären System. Im praktischen
Teil bekommen Sie eine umfassende Einweisung in die Herstellung und Kultivierung
von Endothel- und Tumorzellsphäroiden und deren weitere Charakterisierung.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Definition von Sphäroiden
Grundlagen der Angiogenese/Mechanismen der Blutgefäßbildung
Einführung in die Tumorbiologie und Tumorangiogenese
Interaktion zwischen Tumorzellen und Endothelzellen
Einsatzmöglichkeiten der Sphäroidtechnik in vitro sowie in vivo
Der Praxisteil umfasst:
Herstellung von Sphäroiden mittels der hanging-drop Technik
Herstellung von Sphäroiden im 96-Well-Format
Behandlung der Sphäroide mit Stimulatoren bzw. Inhibitoren
Analyse, Bewertung und Quantifizierung der Sphäroidarchitektur
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter mit soliden
Grundkenntnissen in der Zellkultur und der funktionellen Charakterisierung von
Endothelzellen und Tumorzellen.
Dozent
Frau Dr. Larissa Pfisterer begann das Studium der Biologie in Karlsruhe und wechselte
zum Hauptstudium an die Eberhardt-Karls-Universität in Tübingen. Dort spezialisierte
sie sich im Fach Humangenetik und Pharmakologie. Im Zuge ihrer Diplomarbeit untersuchte sie die Effekte pharmakologischer Peptidmimetika auf neuronales Wachstum
im Kontext der Alzheimer Erkrankung. Zur Promotion wechselte sie in die Gruppe von
Prof. Dr. Korff am Institut für Physiologie und Pathophysiologie an der Ruprecht-KarlsUniversität Heidelberg. Hier untersuchte sie den Einfluss biomechanischen Stresses
auf vaskuläre Remodellierungsprozesse, beispielsweise durch Bluthochdruck vermittelt. Momentan ist sie als Post-Doc am Institut für Physiologie und Pathophysiologie
tätig, wo sie die Pathogenese von Herz- Kreislauferkrankungen untersucht.
Empfohlener Aufbaukurs
Angiogenese-Modelle (S.35)
Termine
PA1201 12.05. – 13.05.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.7 Angiogenese-Modelle
Inhalte und Lernziele
35
Theorie & Praxis
In diesem Kurs erhalten Sie detaillierte Hintergrundinformationen über die Regulation
der Angiogenese unter physiologischen und pathologischen Bedingungen sowie über
Aufgaben und Funktionen des Endothels. Darüber hinaus werden Sie eine detaillierte
praktische Anleitung zur Etablierung und Anwendung von Angiogenese-Modellen
auf Basis der Verwendung humaner venöser Nabelschnur-Endothelzellen (HUVEC)
erhalten.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Die Endothelzelle in vivo und in vitro
Teilschritte der Angiogenese
Tumorangiogenese und anti-angiogene Therapiekonzepte
Eignung und Einsatzgebiete von Angiogenese-Modellen in vitro und in vivo
Der Praxisteil umfasst jeweils den Ansatz, die Durchführung und die Auswertung der
folgenden Assays:
Dreidimensionaler Sphäroid-basierter Angiogenese-Assay
Lateraler Endothelzell-Migrations-Assay
Endothelzell-Transmigrations-Assay
Tube formation-Assay
Proliferations-Assay
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen der Biologie und Medizin mit
guten Grundkenntnissen in Zellbiologie und Zellkultur.
Dozent
Frau Dr. Larissa Pfisterer begann das Studium der Biologie in Karlsruhe und wechselte
zum Hauptstudium an die Eberhardt-Karls-Universität in Tübingen. Dort spezialisierte
sie sich im Fach Humangenetik und Pharmakologie. Im Zuge ihrer Diplomarbeit untersuchte sie die Effekte pharmakologischer Peptidmimetika auf neuronales Wachstum
im Kontext der Alzheimer Erkrankung. Zur Promotion wechselte sie in die Gruppe von
Prof. Dr. Korff am Institut für Physiologie und Pathophysiologie an der Ruprecht-KarlsUniversität Heidelberg. Hier untersuchte sie den Einfluss biomechanischen Stresses
auf vaskuläre Remodellierungsprozesse, beispielsweise durch Bluthochdruck vermittelt. Momentan ist sie als Post-Doc am Institut für Physiologie und Pathophysiologie
tätig, wo sie die Pathogenese von Herz- Kreislauferkrankungen untersucht.
Empfohlener Aufbaukurs
Sphäroidkultur (S.34)
Termine
PA1211 10.06. – 12.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € / 1.229,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
36
Stammzellen, Primärzellen & 3D-Zellkultur
2.8 Hautmodelle
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
In vitro-Hautmodelle gewinnen als Ersatz für Tierversuche in der Kosmetik- und
Pharmaindustrie immer mehr an Bedeutung und Tests für Hautkorrosion und Hautirritation sind bereits validiert. Sie erfahren in diesem Kurs, welche Hautmodelle auf
dem Markt existieren, welchen Verwendungszweck sie haben und welche therapeutischen Applikationen es gibt. Da Hautmodelle komplexe Anforderungen an die
Kultivierungsbedingungen stellen, erhalten Sie außerdem das Basiswissen, um ein
Hautmodell in Ihrem Labor zu entwickeln. Ferner lernen Sie die Handhabung eines
Hautmodells und die Auswertemöglichkeiten kennen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aufbau und Funktionen der menschlichen Haut
Dermale und epitheliale Zellen
Anforderungen an ein Hautmodell
Übersicht über unterschiedliche Hautmodelle und Produktionstechnologien
Materialien, Matrices und Medien
Applikation von Epithelzellen
Kultivierung und Handhabung von Hautäquivalenten
Der Demo- und Praxisteil umfasst:
Ansetzen eines Dermisäquivalents
Aussaat von Keratinozyten in spezielle Zellkultur-Inserts
Handhabung von Hautmodellen
Airlift eines epidermalen Hautmodells
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen
und praktischer Erfahrung in Zellkultur und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Michaela Kaufmann studierte an der Universität Stuttgart technische Biologie und
promovierte am Fraunhofer Institut für Grenzflächen- und Bioverfahrenstechnik in
Stuttgart. Seit 2000 arbeitet sie an der Entwicklung und Etablierung von Hautmodellen und 3D-Testsystemen und war Gruppenleiterin für in vitro Hautmodelle in der
Abteilung Zellsysteme. Im Rahmen von Dienstleistungsuntersuchungen hat sie das
Hautmodell für in vitro Biokompatibilitätstests nach DIN ISO 10993-5 zur Zulassung
gebracht.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle (S.60)
Termine
PA1231 07.10. – 08.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 879,- € / 1.089,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Brückentor
Das mittelalterliche Tor bildete früher den geschützten nördlichen Hauptzugang zur
Stadt. Als Teil der Stadtbefestigung überstand es alle Hochwasser und wurde später
auch als Gefängnis genutzt. Im östlichen Turm gelangen Sie über eine Wendeltreppe
in die Wohnung über dem Torbogen. Im westlichen Turm finden Sie drei niedrige
Räume, die damals als Arrestlokale dienten. Heute ist es ein Treffpunkt Vieler, die sich
mit einem ausgedehnten Stadtbummel die Zeit vertreiben möchten.
38
Zellanalyse und Signaling
3
Zellanalyse und Signaling
3.1
Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse . . . 39
3.2 Colony Forming Unit (CFU) Assays . . . . . . . 40
3.3
Immunzytochemische Färbemethoden . . . . 41
3.4 Zellviabilitäts-, Proliferations- und
Toxizitätstests . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42
3.5 Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs . . . . . 43
3.6 Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests . . . . 44
3.7 Durchflusszytometrie . . . . . . . . . . . . . . . . . 45
3.8
Cell Sorting . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 46
3.9 Signaltransduktion . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47
3.10 Reaktive Sauerstoffspezies: Oxidativer
Stress und wichtige Botenstoffe . . . . . . . . . 48
3.11 Transfektion und Reportergenanalyse . . . . . 49
Zellanalyse und Signaling
3.1 Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse
Inhalte und Lernziele
neu
39
Theorie & Praxis
Die Voraussetzung für die zuverlässige Übertragbarkeit erzielter Resultate von zellbasierten Assays auf die Situation im lebenden Organismus ist eine möglichst gut
vergleichbare Simulation in vivo vorliegender Verhältnisse. Die Verwendung nichtinvasiver Messmethoden, d.h. der Verzicht auf Marker und Reportergene, stellt einen
wesentlichen Baustein zum Erreichen dieses Ziels dar.
Dieser Kurs vermittelt Ihnen Grundkenntnisse über die Einsatzmöglichkeiten und
Vorzüge einer kontinuierlichen und markerfreien Zellanalyse für zellbasierte Assays.
Praktische Messungen erfolgen am Beispiel der Impedanz-basierten xCELLigence®
Technologie.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Inhalte vermittelt:
Grundlagen und Mechanismen der Zellmigration
Grundlegende Mechanismen und Ursachen zellulärer Toxizität
Mechanismen der Zelladhäsion
Übersicht über gängige Methoden zur markerfreien und/oder kontinuierlichen Zellanalyse
Bedeutung und Anwendungen Impedanz-basierter Zellanalyse
Vorteile kontinuierlicher Analyseverfahren
Im Praxisteil werden Versuche an adhärenten Zellen mit verschiedenen xCELLigence®Geräten durchgeführt:
Aufbau, Durchführung und Auswertung eines Migrationsexperiments
Toxizitäts-/Proliferationsexperiment
Zelladhäsion in Abhängigkeit unterschiedlicher ECM-Proteinbeschichtungen
Auswertung der durchgeführten Experimente
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Kenntnissen und
praktischen Erfahrungen in Zellbiologie und Zellkultur.
Dozent
Dr. Josef Freund studierte in Regensburg Biologie und promovierte am Institut für
Mikrobiologie in Regensburg mit dem Schwerpunkt Biochemie/Molekularbiologie.
Danach arbeitete er drei Jahre als Leiter der Mikrobiologie- und Screening-Abteilung
der Thetis-IBN GmbH in Hamburg. Seit 2004 ist er als Produkt- und Marketingmanager bei der Firma OMNI Life Science GmbH & Co. KG in Bremen beschäftigt. Seit
Januar 2013 betreut er dort als Applikationsspezialist die Produkte der xCELLigence®Technologie der Firma ACEA Biosciences, Inc.
Empfohlener Aufbaukurs
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests (S.42)
Termine
PA3131 28.05. – 29.05.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.)
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
40
Zellanalyse und Signaling
3.2 Colony Forming Unit (CFU) Assays
Inhalte und Lernziele
neu
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen theoretisches Wissen und praktisches Ausführen von
Klonogenitäts-Assays (Colony Forming Unit-Assays).
Neben der Durchführung von Klonogenitäts-Assays, erfahren Sie mehr über Hintergründe und Anwendungsmöglichkeiten, Anfärbung, Auswertung und Aussagekraft
des Assays. Des Weiteren wird Ihnen praktisch und theoretisch der Unterschied
zwischen einem Klonogenitäts-Assay mit adhärenten Zellen und mit Suspensionszellkulturen aufgezeigt.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Was ist ein CFU-Assay?
Wie führt man einen Klonogenitäts-Assay durch?
Welche Arten von CFU-Assays gibt es?
Was ist hierbei zu beachten?
Welche Färbemethoden gibt es?
Wie wertet man einen Klonogenitäts-Assay aus?
Welche Aussagen kann man mit Hilfe dieses Assays treffen?
Im praktischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
CFU-Assay mit adhärenten Zellen
Klonogenitäts-Assay mit Suspensionszellen
Färben und Beurteilen der Kolonien
Auswertung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellkultur.
Dozent
PD Dr. Annette Schmidt studierte Biologie in Köln und fertigte 2003 ihre Promotion
am Institut für Anatomie und Zellbiologie der Universität zu Köln mit dem Thema
„The vascular development is modulated by endostatin and restin“ an. 2004-2007
arbeitete sie als Post-Doc am Institut für molekulare und zelluläre Sportmedizin der
Deutschen Sporthochschule Köln, wo sie 2008 im Bereich der Stammzellbiologie und
molekularen Zellbiologie habilitierte. 2007-2010 arbeitete sie als Qualitätsmanagementbeauftragte bei der Firma TumorTec in Köln und wechselte 2010 an das Institut
für Pharmakologie und Toxikologie der Bundeswehr in München. Dort ist sie als Arbeitsgruppenleiterin tätig und beschäftigt sich mit der Erforschung von molekularen
Mechanismen der Stammzellschädigung.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Adulte und induzierte pluripotente Stammzellen (S.32)
Termine
PA3161 26.03. -27.03.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 579,- € / 719,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Zellanalyse und Signaling
3.3 Immunzytochemische Färbemethoden
Inhalte und Lernziele
neu
41
Theorie & Praxis
Die immunzytochemische Färbung wird genutzt, um einzelne Zellorganellen, -bestandteile oder -markerproteine spezifisch zu markieren bzw. zu untersuchen. Das Prinzip
der Methode beruht dabei auf einer Antigen-Antikörper-Reaktion, die aufgrund ihrer
hohen Spezifität in vielen Bereichen der Forschung wie auch in der Diagnostik angewendet wird. In diesem Seminar lernen Sie Hintergründe und Einsatzmöglichkeiten
immunzytochemischer Färbungen kennen und führen unterschiedliche Färbungen im
Praxisteil selbst durch.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Immunzytochemie (Antikörper, Geräte, Materialien)
Gewinnung, Herstellung und Fixierung von Präparaten
Möglichkeiten der Antigendemaskierung
Blockierung unspezifischer Bindungsstellen
Antikörpermarkierung
Direkte und indirekte Färbemethoden
Detektionssysteme
Notwendige Kontrollen
Fehlerquellen/Trouble shooting
Der Praxisteil umfasst:
Immunfluoreszenz-Mehrfachfärbung von adhärenten Zellen
Immunzytochemische Färbung von kultivierten Zellen mit Enzym-gekoppelten Antikörpern und kolorimetrischem Nachweis
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Zellkultur, die die Methode der immunzytochemischen Färbung erlernen oder bei sich
im Labor etablieren möchten.
Dozent
Dr. rer. nat. Gisela Lättig studierte Chemie mit Schwerpunkt Biochemie an der Carlvon-Ossietzky-Universität in Oldenburg. Von 1998 bis 2003 war sie Mitarbeiterin der
Strukturbiologiearbeitsgruppe am Max-Delbrück-Centrum (MDC) in Berlin und beschäftigte sich mit der Expression, Reinigung und Analyse von Proteinen. Sie promovierte am MDC über die Einschleusung von Peptiden und Proteinen in lebende Zellen
und arbeitete ab 2008 als Post-Doc an der Erforschung des Einflusses von antiproliferativ wirkenden Peptiden auf die Lokalisation von Proteinen der DNA-ReplikationsMaschinerie. Seit 2009 untersucht sie den Einfluss von Proteinen bei Stress oder nach
oxidativer Schädigung von Neuronen an der Charité in Berlin.
Empfohlener Aufbaukurs
Immunhistochemie Färbemethoden (S.90)
Termine
PA3151 03.11. – 04.11.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.)
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
42
Zellanalyse und Signaling
3.4 Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Wie ist Zellviabilität, Zellproliferation und Zytotoxizität definiert? Kann ich Toxizität auch mit einem Proliferationsassay messen? Diese und weitere Fragen werden
Ihnen in diesem Kurs beantwortet. Desweiteren erlernen Sie den richtigen Umgang
mit verschiedenen Nachweissystemen und Methoden und erfahren mehr über deren
Einsatzmöglichkeiten.
Im Theorieteil werden Ihnen u.a. folgende Inhalte vermittelt:
Grundlagen von Viabilität und Vitalität
Relevante Parameter der Proliferation
Übersicht über gängige kolorimetrische, fluorometrische und luminometrische Nachweismethoden
Im Praxisteil werden anschließend Versuche durchgeführt zum Nachweis von:
Zellviabilität
Zellproliferation
Zytotoxizität
Zelltod
Die Versuchsergebnisse, mögliche Fehlerquellen bei der Assay-Durchführung und deren Vermeidung werden während des Kurses besprochen.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit und ohne Vorkenntnissen
über Zellassays.
Dozenten
Dr. Jürgen Becker studierte in Frankfurt Biologie und promovierte am Institut für
Mikrobiologie mit dem Schwerpunkt Molekularbiologie. Danach arbeitete er als PostDoc am Institut für Pharmazeutische Chemie im Biozentrum Frankfurt. Von 1999 bis
2005 war er Produkt- und Marketingmanager bei der Firma MoBiTec in Göttingen. Seit
2006 betreut er als Produktmanager die Produktsparte “PromoKine“ der PromoCell
GmbH.
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin auf
dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics, Angio- und
Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist sie bei
der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs (S.43)
Termine
PA3031
PA3032
06.05. – 07.05.2015
30.09. – 01.10.2015
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Zellanalyse und Signaling
3.5 Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
43
Theorie & Praxis
Im adulten Organismus ist die Proliferation und Elimination von Zellen sorgfältig ausbalanciert. Ausgemusterte und funktionsgestörte, aber auch infizierte und entartete
Zellen werden eliminiert und durch neue ersetzt. Hierbei ist die Nekrose eher die Ausnahme und es überwiegt der programmierte Zelltod, die Apoptose. Die Unterscheidung zwischen Apoptose und Nekrose ist für viele Fragestellungen unumgänglich.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Bedeutung der Apoptose
Morphologische und physiologische Charakteristika von gesunden, apoptotischen und nekrotischen Zellen
Regulation der Apoptose und Apoptose-Signalkaskaden
Gängige Methoden der Apoptose-Detektion
Der Praxisteil umfasst:
Detektion und Quantifizierung apoptotischer Zellen mittels fluorometrischer Methoden
Differenzierung apoptotischer, nekrotischer und vitaler Zellen mittels Fluores-
zenzmikroskopie
Auswertung, Diskussion, Trouble shooting
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellbiologie.
Dozenten
Dr. Jürgen Becker studierte in Frankfurt Biologie und promovierte am Institut für
Mikrobiologie mit dem Schwerpunkt Molekularbiologie. Danach arbeitete er als PostDoc am Institut für Pharmazeutische Chemie im Biozentrum Frankfurt. Von 1999
bis 2005 war er Produkt- und Marketingmanager bei der Firma MoBiTec in Göttingen. Seit 2006 betreut er als Produktmanager die Produktsparte “PromoKine“ der
PromoCell GmbH.
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg an Proteomics, Angio- und Tumorgenese
und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist sie bei der PromoCell
Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests (S.42)
Termine
PA3041 08.05.2015
PA304202.10.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € / 485,- CHF
(zzgl. MwSt.)
44
Zellanalyse und Signaling
3.6 Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Die Erforschung der Toxizität von Substanzen in Zellen und Gewebe hat in den
letzten Jahren deutlich an Bedeutung gewonnen. Eine Reihe etablierter Methoden
sind mittlerweile geeignet, die toxischen Einflüsse von Substanzen aller Art auf Zellkulturen zu untersuchen. Da die jeweilige Methode auf den Wirkungsmechanismus
der jeweils zu prüfenden Substanz zugeschnitten sein sollte, gibt es jedoch nicht die
eine Methode zur Prüfung der Zytotoxizität und Mutagenität, sondern je nach Problemstellung verschiedene. In diesem Kurs erhalten Sie einen Überblick über einige
der gängigen Methoden.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Zytotoxizitätstests
Neutral-Rot-Färbung
Koloniebildungstest (colony formation assay)
MTT-, XTT- und WST-8 Test
LDH ELISA
Mutagenitätstests
Ames Test
Mouse Lymphoma Test
HPRT Test
Mikrokern Test (micronucleus assay)
Im Praxisteil werden mit adhärenten Tumorzelllinien folgende Tests durchgeführt:
MTT oder WST-8 Test
Koloniebildungstest (colony formation assay)
Mikrokern Test
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Zellkultur und Zellbiologie.
Dozent
PD Dr. Beate Köberle studierte Biologie an der Universität in Ulm und promovierte
im Anschluss daran im Themengebiet „DNA Reparatur und Mutagenese“ in der Abteilung Klinische Genetik der Universität Ulm. Anschließend arbeitete sie von 1993
bis 2001 als Post-Doc am University College (UCL) und Imperial Cancer Research
Fund (ICRF) in London auf dem Gebiet „DNA Reparatur in Hodenkrebszellen“. Diese Forschung setzte sie auch im University of Pittsburgh Cancer Institute (UPCI) als
Instructor und anschließend als Research Assistant Professor fort. Von 2006 bis 2012
arbeitete Frau Dr. Köberle als Projektleiterin am Institut für Toxikologie an der Universität Mainz. Seit 2012 ist sie in der Abteilung Lebensmittelchemie und Toxikologie am
Karlsruher Institut für Technologie beschäftigt.
Termine
PA3051 09.12. – 11.12.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 1.090,- € / 1.355,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Zellanalyse und Signaling
3.7 Durchflusszytometrie
Inhalte und Lernziele
45
Theorie & Praxis
Im Rahmen des Kurses erhalten Sie zunächst eine ausführliche Einführung in die Technik der Durchflusszytometrie (FACS). Wir stellen Ihnen detailliert die Funktionsweise
eines Durchflusszytometers vor und bieten Ihnen einen Einblick in die gängigen Anwendungen, u.a. den Einsatz durchflusszytometrischer Methoden in der Qualitätskontrolle von Zellkulturen.
Im Praxisteil werden Sie folgende Messungen an verschiedenen Zellkulturen durchführen:
Zellphänotypisierung
Etablierung einer Multicolor-Analyse
Lebend/tot-Unterscheidung (Vitalität) von Zellen
Volumetrische Zellzahlbestimmung
Der Kurs bietet ausreichend Zeit für praktische Übungen sowie die Erörterung Ihrer
Fragen aus der täglichen Praxis.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
Zellkultur und Zellbiologie. Grundlegende Kenntnisse in der Durchflusszytometrie sind
von Vorteil, aber keine Voraussetzung für die Teilnahme an diesem Kurs.
Dozent
Dr. Steffen Schmitt studierte an der Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg Biologie
und promovierte danach im Fachbereich Immunologie. Anschließend baute er die
durchflusszytometrische Serviceeinheit an der Johannes Gutenberg Universität in
Mainz auf, deren Leitung er gleichzeitig übernahm. Seit 2007 leitet Dr. Schmitt die
Flow Cytometry Service Unit der Zentralen Einheit für Bildgebung und Zytometrie am
Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) in Heidelberg.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Cell Sorting (S.46)
Termine
PA3081 22.09. – 23.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
46
Zellanalyse und Signaling
3.8 Cell Sorting
Inhalte und Lernziele
neu
Theorie & Praxis
Die Durchflusszytometrie ist eine Technologie, die die Messung und Bestimmung von
physikalischen und biochemischen Eigenschaften von einzelnen Partikeln erlaubt. Die
Zellsortierung nutzt diese Technik, um Zellpopulationen mit unterschiedlichen Eigenschaften in einem Zellgemisch auch physikalisch voneinander zu trennen.
In diesem Kurs erfahren Sie mehr zu Hintergründen und Anwendungsmöglichkeiten
und lernen im Labor, welche gerätespezifischen Einstellungen vorgenommen werden
müssen, um verlässliche Ergebnisse zu erhalten.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Verschiedene Zellsorter-Typen
Vorbereiten und Einstellen eines Zellsorters (laser und drop delay, Sortmasken)
Anwendungen (Sortmasken, Einzelzellklonierung, bulk sort)
Zellpräparation (Aufreinigungsmethoden, Färbekontrollen)
Im praktischen Teil wird der Zellsorter für das Experiment vorbereitet und anschließend aus einer 4-Farben-Immunophänotypisierung einzelne Fraktionen analysiert
und isoliert.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die diese Methoden in Ihrem
Labor etablieren möchten. Vorkenntnisse in der Durchflusszytometrie werden vorausgesetzt oder können im Kurs „Durchflusszytometrie“ erworben werden.
Dozenten
Dr. Steffen Schmitt studierte an der Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg Biologie
und promovierte danach im Fachbereich Immunologie. Anschließend baute er die
durchflusszytometrische Serviceeinheit an der Johannes Gutenberg Universität in
Mainz auf, deren Leitung er gleichzeitig übernahm. Seit 2007 leitet Dr. Schmitt die
Flow Cytometry Service Unit der Zentralen Einheit für Bildgebung und Zytometrie am
Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) in Heidelberg.
Dr. Knut Petkau startete nach dem Studium der Physik an der Universität Stuttgart
im Vertrieb bei Becton Dickinson im Bereich Durchflusszytometrie. Nach weiteren
Positionen im Verkauf, als Produktmanager und Senior Application Specialist bei
DakoCytomation und Beckman Coulter, arbeitete er im Bereich klinische Zellsortierung bei Stage Cell Therapeutics. Seit März 2013 ist er bei Bio-Rad für den Bereich
Zellsorter zuständig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Durchflusszytometrie (S.45)
Termine
PA3141 24.09. – 25.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Zellanalyse und Signaling
3.9 Signaltransduktion
Inhalte und Lernziele
47
Theorie
Wie kommt Information von der Außenseite der Zelle in den Zellkern und auf welche
Weise wird dort nach einem externen Stimulus das Genexpressions-Programm verändert? Die Hauptprobleme dabei sind, dass die Membran für die meisten Substanzen
semipermeabel ist, die Distanz zwischen Membran und Nukleus überbrückt werden
muss und die richtigen Gene gleichzeitig reguliert werden müssen.
Im Kurs werden folgende Themen bearbeitet:
Bedeutung und Prinzipien der Signaltransduktion
Intrazelluläre Rezeptoren und Membranrezeptoren
Aktivierungs-Mechanismen
Second messenger und ihre Effektorenzyme
Rezeptortyrosinkinasen und G-Protein-gekoppelte Rezeptoren
Zytoplasmatische Proteinkinasen und -phosphatasen
Signal-Module (SH2-Domänen etc.)
Ausgewählte Signaltransduktionswege (Ras/Raf-MAP-Kinase-Weg, JAK/STAT-Weg, TGF-beta-Weg)
Zellzyklus, Apoptose
Fehlerhafte Signaltransduktion und Krankheiten
Neue Therapieansätze („Signaltransduktionstherapie“)
Methoden zur Untersuchung der Signaltransduktion
Trouble shooting
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellbiologie.
Dozent
Prof. Dr. Dr. Karlheinz Friedrich studierte in Bonn und Köln und promovierte am
Max-Planck-Institut für Biochemie in Martinsried. Anschließend war er Post-Doc am
EMBL in Heidelberg und habilitierte in Würzburg. Seit 2000 ist er Leiter der Arbeitsgruppe „Signaltransduktion“ am Institut für Biochemie des Universitätsklinikums
Jena. Außerdem ist er Mitgründer und Vorstandsmitglied der Gesellschaft für Signaltransduktion (Signal Transduction Society; STS).
Empfohlene Aufbaukurse
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstest (S.42), Apoptose-Assay LaborKompaktkurs (S.43)
Termine
PA3091 19.10.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € / 485,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse
Aktuelle Zusatzkurse
an einem Training
und freie
vor
in Ihren
Seminarplätze
Ort? Räumen?auf:
Sprechen
www.promocell-academy.com/news
Sie uns einfach darauf an.
48
Zellanalyse und Signaling
3.10 Reaktive Sauerstoffspezies: Oxidativer Stress und
wichtige Botenstoffe
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Reaktive Sauerstoffverbindungen (reactive oxygen spezies, ROS) in der Zelle, im
Gewebe oder Organismus haben zwei Gesichter: Zum einen resultiert “oxidativer
Stress” aus einem Ungleichgewicht zwischen der Erzeugung reaktiver Sauerstoffspezies und der Konzentration zellulärer Schutzmoleküle (Antioxidanzien). Zum anderen
sind ROS ein integraler Bestandteil vieler Signalübertragungsketten, z.B. als Antwort
des Körpers aus internem und externem Stress. Ziele des Kurses sind die Vermittlung
theoretischer Grundlagen zur Biochemie und Biologie reaktiver Sauerstoffverbindungen und die Einführung in biochemische Messmethoden.
Der Theorieteil beinhaltet:
Prinzipien der exogen induzierten und metabolischen Erzeugung von ROS
Wirkmechanismen und Reaktivität von ROS
Antioxidanzien und antioxidative Strategien (z.B. Glutathion)
Einführung in die Messmethodik zur Bestimmung von reaktiven Sauerstoffver-
bindungen sowie zur Analyse der Beteiligung von ROS an beobachteten biologi-
schen Effekten
Experimentelle Erzeugung von ROS
Methoden zur Bestimmung zellulärer ROS und Antioxidanzien
Der Praxisteil umfasst:
Umgang mit Fluoreszenzsonden zum Nachweis der Bildung von ROS
Bestimmung von Glutathion sowie von Glutathiondisulfid
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Zellkultur und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Peter Schröder studierte Biologie an der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf
und promovierte dort am Institut für physiologische Chemie I zum Thema „Wirkung
eines natürlichen Antioxidants gegen oxidativen und nitrosativen Stress“. Nach Auslandsaufenthalten in Milwaukee und Stockholm wurde er wissenschaftlicher Mitarbeiter am Institut für umweltmedizinische Forschung an der Heinrich-Heine-Universität
Düsseldorf. Dort beschäftigt er sich als Arbeitsgruppenleiter mit der Rolle von oxidativem Stress bei Signalprozessen, die zu vorzeitigen Alterungsprozessen führen, mit
besonderem Augenmerk auf die Wirkung nicht-ionisierender Strahlung (UV, Infrarot)
und der Entwicklung neuartiger Präventionsstrategien. Seit 2011 ist Dr. Schröder als
freiberuflicher Dozent, Coach und Berater tätig.
Termine
PA3111 23.04. – 24.04.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Zellanalyse und Signaling
3.11 Transfektion und Reportergenanalyse
Inhalte und Lernziele
49
Theorie & Praxis
Der Begriff Transfektion umfasst zahlreiche Verfahren mit deren Hilfe Nukleinsäuren
in eukaryotische Zellen eingeschleust werden. Um möglichst viele Zielzellen zu erreichen, müssen hierbei Zelltyp, Vektorsystem und Transfektionsmethode aufeinander
abgestimmt werden. In der anschließenden Reportergenanalyse kann dann die Transfektionsrate bestimmt werden. In diesem Kurs bekommen Sie einen Überblick über
die Vor- und Nachteile verschiedener Transfektionsverfahren, Vektorsysteme und Reportergene und lernen die richtige Auswahl zu treffen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Transiente und stabile Transfektion im Vergleich
Überblick über Techniken und Vektorsysteme
Parameter zur Optimierung der Transfektions-Effizienz
Besonderheiten bei der Transfektion primärer Zellen bzw. Zelllinien
Überblick über Reportergene und Reportergen-Assays
Biochemische Grundlagen der Reportergen-Aktivität
Experimentelles Design und Wahl geeigneter Systeme
Der Praxisteil umfasst:
Transiente Transfektionen von primären Zellen und Zelllinien mit verschiedenen Verfahren (Lipofektion, Mikroporation) und verschiedenen Reporter-Plasmiden
Bestimmung der Transfektionsraten mittels verschiedener Reportergen-Assays (Luciferase, Beta-Galaktosidase) und Fluoreszenzmikroskopie (eGFP)
Analyse verschiedener Transfektionsparameter
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Zellkultur und Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Gisela Lättig studierte Chemie mit Schwerpunkt Biochemie an der Carl-vonOssietzky-Universität in Oldenburg. Von 1998 bis 2003 war sie Mitarbeiterin der
Strukturbiologiearbeitsgruppe am Max-Delbrück-Centrum (MDC) in Berlin und beschäftigte sich mit der Expression, Reinigung und Analyse von Proteinen. Sie promovierte am MDC über die Einschleusung von Peptiden und Proteinen in lebende Zellen
und arbeitete ab 2008 als Post-Doc an der Erforschung des Einflusses von antiproliferativ wirkenden Peptiden auf die Lokalisation von Proteinen der DNA-ReplikationsMaschinerie. Seit 2009 untersucht sie den Einfluss von Proteinen bei Stress oder nach
oxidativer Schädigung von Neuronen an der Charité in Berlin.
Termine
PA3011 01.06. – 03.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweieinhalbtägigen Kurs 829,- € / 1.029,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
50
Mikroskopie
4
Mikroskopie
4.1 Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs 51
4.2 Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen . . . 52
Mikroskopie
4.1 Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs
Inhalte und Lernziele
51
Theorie & Praxis
Sowohl die Lichtmikroskopie als auch die Fluoreszenzmikroskopie zählen zu den
gängigsten Methoden in der biomedizinischen Forschung. Der Schlüssel zum erfolgreichen Arbeiten ist der sichere Umgang mit den modernen Mikroskopen. Dieser Kurs
dient dem Erlernen oder der Auffrischung grundlegender Techniken und Anwendungsweisen der Licht- und Fluoreszenzmikroskopie. Die Köhlersche Beleuchtung,
Hellfeld und Dunkelfeld sowie Phasenkontrast werden ebenso besprochen wie Filter
und Lichtquellen. Sie werden lernen, wie Sie optimale Ergebnisse bei maximaler Schonung Ihres Präparates erzielen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aufbau, Strahlengang und Funktionsweise des Mikroskops
Lichtquellen, Fluoreszenzfilter und Objektive
Schlüsselanwendungen der Lichtmikroskopie
Einstellen des Fluoreszenzmikroskops und Interpretation der Spektraldaten von Filtersätzen
Pflege und Wartung
Der Praxisteil umfasst:
Aufbau, Strahlengang, Handhabung des Mikroskops
Einstellen der Köhlerschen Beleuchtung
Einstellen von Kontrastierungsverfahren wie Hellfeld, Dunkelfeld und Phasenkontrast
Einstellen des Fluoreszenzmikroskops und Interpretation der Spektraldaten von Filtersätzen
Pflege und Wartung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit oder ohne Vorkenntnisse,
die ihre Kenntnisse im Bereich Mikroskopie auffrischen möchten.
Dozent
Dr. Rolf Käthner studierte Biologie an den Universitäten Karlsruhe und Tübingen. In
seiner Promotion an der Universität Konstanz am Lehrstuhl für Entwicklungsneurobiologie untersuchte er die Entwicklung des Zentralnervensystems in Zebrafischembryonen mittels fluoreszenzmikroskopischer Techniken. Seit 1997 ist er bei der Carl
Zeiss Microscopy GmbH angestellt. Hier baute er die Mikroskopie-Schulungszentren
in Jena und Göttingen auf und ist u.a. für die Organisation und Durchführung von
Mikroskopieschulungen verantwortlich.
Empfohlener Aufbaukurs
Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen (S.52)
Termine
PA3511 02.09. – 03.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 879,- € / 1.090,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
52
Mikroskopie
4.2 Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen das notwendige Hintergrundwissen für den sicheren
Umgang mit Fluoreszenzmikroskopen zur Beobachtung lebender Zellen. Sie lernen,
aus der Vielzahl der Filtersätze den richtigen für Ihre Anwendung auszuwählen, die
Fluoreszenzlampe auszutauschen und die Beleuchtung zu justieren. Nach diesem Kurs
sind Sie in der Lage, das Fluoreszenzmikroskop optimal einzusetzen, um mehr Informationen von Ihrem Präparat zu erhalten und gleichzeitig die Belastung des Präparats
zu reduzieren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie
Aufbau des Fluoreszenzmikroskops
Fluoreszenzfilter, Objektive und Lichtquellen
Die richtige Wahl der Fluoreszenzfilter bei Mehrfachfluoreszenzfärbungen
Geeignete Laborartikel und Oberflächen
Färbe- und Markierungsverfahren lebender Zellen
Analysemethoden unter Aufrechterhaltung der physiologischen Bedingungen
Der Praxisteil umfasst:
Handhabung des Fluoreszenzmikroskops
Richtiger Einsatz von Fluoreszenzfiltern und Objektiven
Optimale Einstellung des Fluoreszenzmikroskops zur Beobachtung lebender Zellen
Die richtige Wahl der Fluoreszenzfilter bei Mehrfachfluoreszenzfärbungen
Färbung lebender Zellen
Beobachtung von Bleaching Effekten
Lebendzellanalyse
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die ihre Kenntnisse im Bereich
der Fluoreszenzmikroskopie und Lebendzellanalyse vertiefen möchten.
Dozent
Dr. Kristina Mayer studierte Biologie an der Universität Bonn. Sie promovierte an der
Jacobs University Bremen im Bereich Zellbiologie und setzte dort als Post-Doc ihre
Forschung zur Expression und Freisetzung von Proteasen nach intestinalem Trauma mittels zellbiologischer, molekularbiologischer und fluoreszenzmikroskopischer
Techniken fort. Ab August 2007 arbeitete sie für Leica Microsystems CMS GmbH als
Produktmanagerin für Fluoreszenz-Stereomikroskopie. Seit 2011 ist sie als Produktund Applikationsspezialistin für Konfokale Mikroskopie und Live Cell Imaging bei der
Olympus Europa SE & CO. KG in Hamburg tätig.
Empfohlener Aufbaukurs
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs (S.51)
Termine
PA3521 10.09. – 11.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um das Thema intensiv zu bearbeiten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 579,- € / 719,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Foto: Andrew Cowin
Heiliger Nepomuk
Die Statue des Brückenpatrons Johannes von Nepomuk stürzte beim Hochwasser
1784 in den Neckar – und konnte geborgen werden. Nach diesem Sturz vom achten
Brückenbauwerk erhielt der Heilige einen neuen Platz am nördlichen Ufer und behält
die mittlerweile neunte Brücke von dort im Blick. Dass die ersten acht Brücken, die den
Neckar überspannten, einigen Katastrophen zum Opfer fielen, liegt jedoch nicht an
seiner Nachlässigkeit, sondern eher an deren Bauweise: das heutige Bauwerk wurde
1788 als erstes aus Stein, alle anderen aus Holz gebaut.
54
Qualitätsmanagement
5
Qualitätsmanagement
5.1 GLP und QM Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . 55
5.2 GMP Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 56
5.3 Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001 . . . . . 57
5.4
Qualifizierung und Validierung von
Dampfsterilisationsprozessen im Labor . . . . 58
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice . . 59
5.6
OECD Guidelines und REACH-Richtlinien
für Hautmodelle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60
Qualitätsmanagement
5.1 GLP und QM Basiskurs
Inhalte und Lernziele
55
Theorie
Was ist der Unterschied zwischen einer Arbeitsanweisung (SOP) und einer Prüfanweisung? Was ist für eine auditfeste, transparente und rückverfolgbare Dokumentation
zu beachten? Wie läuft eine GLP-Prüfung ab? Diese und andere Fragen werden Ihnen
in diesem Kurs ausführlich beantwortet.
Der Theoriekurs umfasst u.a. die Themen:
Überblick über QM Systeme
Zertifizierung nach ISO 9001
Akkreditierung nach ISO 17025 bzw. ISO 15189
GLP (Gute Laborpraxis)
GMP (Gute Herstellungspraxis)
Arbeitsanweisungen (SOP)
Prüfanweisungen
Dokumentation
Audits
Vergleichen Sie auch mit den Kursen „Qualitätsmanagement in der Zellkultur“ (S.22)
und „Zellkultur unter GMP” (S.23).
Zielgruppe
Mitarbeiter/-innen aus Laboratorien, Entwicklungs- und Prüfbereichen, die sich mit
den Anforderungen der wichtigsten Qualitätsmanagementsysteme und deren Anwendung im Labor auf Forschungsebene vertraut machen wollen.
Dozent
Dr. Roman Klinkner hat Chemie studiert und 1986 auf dem Gebiet der HPLC promoviert. Bis 1994 leitete er eine GLP-Prüfeinrichtung des Geschäftsbereichs Pflanzenschutz der Bayer AG in Monheim. Seitdem ist er geschäftsführender Gesellschafter
der unabhängigen Laborberatung Klinkner & Partner in Saarbrücken mit dem Schwerpunkt Training und Consulting im Labor, Qualitäts- und Informationsmanagement.
Empfohlener Aufbaukurs
Zellkultur unter GMP (S.23)
Termine
PA4011 21.05. – 22.05.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 10:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
20 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
56
Qualitätsmanagement
5.2 GMP Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Theorie
An die Entwicklung, Herstellung und Kontrolle von Arzneimitteln und Medizinprodukten werden hohe Qualitätsanforderungen gestellt und nationale wie auch internationale gesetzliche Vorgaben müssen erfüllt werden. Dieser Kurs vermittelt Ihnen eine
Übersicht über die aktuellen gesetzlichen Forderungen und Richtlinien in Europa und
den USA sowie deren Umsetzung im GMP regulierten Labor und der Produktion.
Themenschwerpunkte sind:
Gesetze und Richtlinien (z.B. EU-GMP Leitfaden, 21 CFR Parts 211, 11, GAMP5)
GMP-gerechtes Arbeiten und Dokumentieren im analytischen Labor
Anforderungen an die Produktion nach GMP Vorgaben
Rollen der Qualitätskontrolle und Qualitätssicherung in der GMP regulierten Industrie
Verifizierung, Qualifizierung und Validierung von Geräten und Prozessen im analytischen GMP Labor und in der Produktion (z.B. GAMP5, USP <1058>, Annex 11 EU-GMP)
Reinraumaufbereitung
Arten und Anwendung von Bioziden
Sonderzonen A/B (Aseptik)
GMP gerechter Umgang mit Änderungen (change control), Abweichungen (deviations) und Ergebnissen außerhalb der Spezifikation (OOS)
CAPA (corrective and preventive action) als Qualitätswerkzeug
Vergleichen Sie auch mit den Kursen „Qualitätsmanagement in der Zellkultur“ (S.22),
„Zellkultur unter GMP” (S.23) und „GLP und QM Basiskurs“ (S.55).
Zielgruppe
Mitarbeiter/-innen, die in der regulierten Arzneimittel- oder Medizinprodukteindustrie
tätig sind. Angesprochen sind insbesondere neue Mitarbeiter mit naturwissenschaftlicher oder technischer Ausbildung in der Produktion, Analytik, Qualitätskontrolle,
Qualitätssicherung, pharmazeutischen Entwicklung und Zulassung sowie Zulieferer
für die GMP regulierte Industrie z.B. Laborsoftware-, Rohstoff- oder Gerätehersteller,
interne und externe EDV-Dienstleister.
Dozent
Herr Wolf-Dieter Wanner studierte Pharmazie in München und wechselte 1986 nach
der Arbeit als Apotheker zu Henkel KGaA in Düsseldorf. Dort baute er den Geschäftsbereich für Reinraumaufbereitung und Personalhygiene auf und war ab 1990 zusätzlich als Hygienereferent tätig. Ab 2000 übernahm er die Leitung des Healthcare Industriegeschäftes bei der Ecolab Deutschland GmbH mit Fokus auf die pharmazeutische
Industrie und war verantwortlich für die Integration des deutschen Pharmageschäftes
in ein internationales Cleanroom Team mit Schwerpunkt auf der aseptischen Herstellung. Seit 2011 ist Herr Wanner selbstständiger Berater, Trainer und Vortragender.
Termine
PA4021 18.05. – 19.05.2015
PA4022 16.11. – 17.11.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 09:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
20 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 849,- € / 1.059,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Qualitätsmanagement
5.3 Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001
Inhalte und Lernziele
57
Theorie
Der prozessorientierte Aufbau und die Pflege des Qualitäts-Management-Systems
nach ISO 9001 werden in diesem Kurs anhand von Beispielen erläutert.
Themenschwerpunkte sind unter anderem:
Was ist Qualität?
Norm ISO 9001:2008
Kennzahlen
Aufbau der erforderlichen Dokumente
Dokumententypen
Lenkung von Dokumenten
Ermittlung der Kundenzufriedenheit
Lieferantenauswahl und -bewertung
Kennzeichnung und Rückverfolgbarkeit
Revision ISO 9001:2015
Praktische Übungen
Übungen zur Unterstützung eines eigenen Qualitätsmanagementsystems
Zielgruppe
Unternehmens- und Betriebsleiter, Bereichs- und Abteilungsleiter, Qualitätsmanagementbeauftragte, Laborleiter, verantwortliche Labormitarbeiter und alle, die am Aufbau und dem Erhalt des Qualitätsmanagementsystems nach ISO 9001 beteiligt sind.
Dozent
Herr Schuboth ist gelernter Verfahrensmechaniker für Kunststoff- und Kautschuktechnologie. Aufbauend studierte er an der Fachhochschule Hannover Produktionstechnik
sowie an der Fernuniversität in Hagen den berufsbegleitenden Masterstudiengang
Mediation. Bei den Meteor Gummiwerken war er im Projektmanagement/Vertrieb
und als Werksqualitätsmanager tätig. Seit 2012 ist er Leiter der Verfahrenstechnik der
Südbadischen Gummiwerke GmbH.
Herr Schuboth kann auf zahlreiche Qualifizierungen im QM-Bereich verweisen, u.a.
ist er DGQ-Qualitätsbeauftragter/Qualitätsmanager und interner Auditor (Auditor
Qualität inkl. EOQ Quality Auditor), interner Auditor-Automotive (ISO/TS 16949),
Certified Lean Manager, EFQM Excellence Assessor und Risk Management Officer
(ISO 31000), zusätzlich ist er freiberuflicher Dozent der Fachschule für Technik Kassel
e.V. unterrichtet u.a. in der Ausbildung von Qualitätsassistenten und Qualitätsmanagementbeauftragten sowie internen Auditoren und ist für die DGQ als Trainer für
die Ausbildung von Qualitätsmanagementbeauftragten tätig.
Diesen Kurs führen wir in Zusammenarbeit mit einem
Kooperationspartner durch.
Termine
PA4032 21.05. – 22.05.2015
Veranstaltungsort: München
(Dieser Kurs findet nicht in den Räumlichkeiten der PromoCell Academy statt.)
Bitte kontaktieren Sie uns unter der Telefonnummer
06221 / 649 34 46 für weitere Informationen!
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
58
Qualitätsmanagement
5.4 Qualifizierung und Validierung von Dampfsterilisations- Theorie & Praxis
prozessen im Labor neu
Inhalte und Lernziele
Eine wesentliche Anforderung eines etablierten Qualitätsmanagementsystems im
Labor ist der Nachweis, dass Prozesse nachvollziehbar und reproduzierbar funktionieren. Die Qualifizierung und Validierung von Dampfsterilisationsprozessen stellt
hier eine besondere Herausforderung dar. Der Dampfsterilisator (Autoklav) muss je
nach zu sterilisierendem Produkt bestimmte Voraussetzungen erfüllen, damit sichere,
genaue, reproduzierbare und validierbare Prozesse erreicht werden. Der Prozess sowie
die Durchführung der Qualifizierung und Validierung muss dabei so gestaltet sein,
dass ein aussagefähiges und nachvollziehbares Ergebnis erzielt wird.
In diesem Kurs werden die Anforderungen an einen Autoklaven sowie an den Qualifizierungs- und Validierungprozess unter Berücksichtigung aktueller Normen und
Regularien detailliert dargestellt.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Sterilisation von Flüssigkeiten
Sterilisation von Festkörpern und Abfällen in Vernichtungsbeuteln
Sterilisation von biologischen Gefahrstoffen
Qualifizierung und Validierung von Dampfsterilisationsprozessen
Der Praxisteil umfasst:
Qualifizierung und Validerung anhand von Praxisbeispielen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen und Laborleiter/-innen, die den
Sterilisationsprozess in ihrem Labor optimieren und validieren möchten.
Dozent
Herr Jörg Winkelmann studierte Betriebswirtschaft für Mittelstandsmanagement
(Bachelor of Business Administration) an der Fachhochschule Gießen-Friedberg. Er
ist für die Firma Systec GmbH, Labor-Systemtechnik, einem führenden Hersteller für
Laborautoklaven, tätig. Hier übernahm er unter anderem die Vertriebsverantwortung
für Ost- und Südeuropa, CIS-Staaten sowie Nord- und Südamerika. Aktuell ist Herr
Winkelmann, mit mittlerweile 10 Jahren Kompetenz in der Beratung zu Dampfsterilisationsprozessen im Labor, als Marketing Manager für die Firma Systec GmbH tätig
und gibt regelmäßig Seminare für Kunden und Händler im In- und Ausland.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore (S.24)
Termine
PA4071 19.06.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 419,- € / 520,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Qualitätsmanagement
5.5 Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice
Inhalte und Lernziele
59
Theorie & Praxis
Richtiges Pipettieren ist kein Zufall. Pipetten gehören zu den meist verwendeten
Arbeitsgeräten im Labor. Oft wird kein ausreichendes Wissen über die Technik des
Pipettierens oder über Kontrollen und Wartungen vermittelt. In diesem Kurs erweitern Sie Ihr Wissen, um Ihre tägliche Pipettierarbeit zu standardisieren und Fehler zu
vermeiden. Sie lernen Pipetten auf systematische und zufällige Messabweichung zu
prüfen und kleine Wartungsarbeiten durchzuführen.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen des Pipettierens: Funktionsprinzipien, Technik, Systemgedanke
Fehlerquellen: Physikalische Grenzen, Einfluss von Luftdruck und Temperatur, Pipettieren von „Problemlösungen“, Beispiele aus der Praxis
Qualitätssicherung: DIN EN ISO 8655, GLP, Konformität
Prüfung, Reinigung und Wartung von Pipetten
Kalibrierung von Pipetten mittels Analysenwaage: Equipment, Waagengenauigkeit
Der Praxisteil umfasst:
Pipettenprüfung: Funktionsprüfung, Dichtigkeitsprüfung
Reinigung und Wartung von Pipetten
Kalibration von Pipetten mittels Analysenwaage und Software
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit und ohne Vorkenntnisse im
liquid handling.
Dozent
Dr. Wolfgang Blickle ist promovierter Biologe und seit 1991 in verschiedenen Funktionen für die Eppendorf Vertrieb Deutschland GmbH tätig. Seit 2012 ist er als Produktmanager für den Bereich Liquid Handling zuständig, welcher das gesamte Spektrum
an Dosiersystemen von Pipetten bis zu Pipettierautomaten umfasst. In diesem Zusammenhang führt er regelmäßig Seminare und Schulungen zu Themen im Bereich des
liquid handling durch.
Evelin Dispan hat 1983 die Ausbildung zur Chemielaborantin abgeschlossen und
arbeitete viele Jahre als BTA in der Forschung. Seit 2013 betreut sie für die Eppendorf
Vertrieb Deutschland GmbH das Service Center in Heidelberg, welches als zertifizierte
Einrichtung die Reparatur, Kalibrierung und Justierung von Pipetten und anderen Dosierwerkzeugen durchführt.
Termine
PA404104.11.2015
Kursbeginn 9:30 Uhr
Kursende ca. 17:00 Uhr
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € / 485,- CHF
(zzgl. MwSt.).
60
Qualitätsmanagement
Theorie
5.6 OECD Guidelines und REACH-Richtlinien für Hautmodelle
Inhalte und Lernziele
In vitro Hautmodelle werden als Alternativen zu Tierversuchen bereits von der kosmetischen und chemischen Industrie eingesetzt, um die korrosive und/oder irritative
Wirkung von Chemikalien zu testen. Für beide Tests existieren validierte OECD Protokolle und validierte Hautmodelle sind kommerziell verfügbar. Weitere Hauttests,
wie der Hautsensibilisierungstest, sind derzeit im Validierungsprozess. Ebenso werden
Hautmodelle im Rahmen der Chemikalienverordnung (REACH) zur Erfassung toxischer Effekte genutzt. In diesem Kurs lernen Sie die Anforderungen und Richtlinien
kennen, die Sie brauchen, um Hautmodelle in diesen Bereichen erfolgreich in Ihrem
Labor einsetzen zu können.
In diesem Theoriekurs werden u.a. folgende Themen behandelt:
REACH und Hautmodelle
OECD Guidelines (Hautkorrosion OECD TG 431/Hautirritation OECD TG 439)
Zukünftige OECD Guideline (Hautsensibilisierung)
Validierte Hautmodelle
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
Zellkultur und Zellbiologie sowie praktischer Erfahrung.
Dozent
Dr. Michaela Kaufmann studierte technische Biologie an der Universität Stuttgart und
promovierte am Fraunhofer Institut für Grenzflächen- und Bioverfahrenstechnik in
Stuttgart. Seit 2000 arbeitet sie an der Entwicklung und Etablierung von Hautmodellen und 3D-Testsystemen und war Gruppenleiterin für in vitro Hautmodelle in der
Abteilung Zellsysteme. Im Rahmen von Dienstleistungsuntersuchungen hat sie das
Hautmodell für in vitro Biokompatibilitätstests nach DIN ISO 10993-5 zur Zulassung
gebracht.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Hautmodelle (S.36)
Termine
PA124109.10.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 479,- € / 595,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Foto: Andrew Cowin
Heidelberger Bergbahnen
…aus den Dienstvorschriften Bergbahnpersonal (1907): „Damen belieben in der
Bahn die Beine übereinanderzuschlagen. Ganz abgesehen davon, daß damit ungebührlich viel Platz beansprucht wird, ist diese Sitte eine ungehörige Rücksichtslosigkeit gegenüber den anderen Insassen. Es wäre Sache der Schaffner, solchen Personen
die ihnen gebührende Zurechtweisung zu erteilen, auch dann, wenn diese in kostbaren Pelzmänteln erscheinen.“ Heutzutage dürfen Sie ruhig die Beine übereinanderschlagen und die romantische Fahrt auf den Königstuhl genießen.
62
Molekularbiologie und PCR
6
Molekularbiologie und PCR
6.1 Molekularbiologie Basiskurs . . . . . . . . . . . . 63
6.2 Molekularbiologie Trouble Shooting . . . . . 64
6.3
Validierung in der Molekular- und
Zell-Biologie Kompaktkurs . . . . . . . . . . . . . 65
6.4 Klonierungsstrategien . . . . . . . . . . . . . . . . . 66
6.5 RNA Interferenz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67
6.6 In situ Hybridisierung . . . . . . . . . . . . . . . . 68
6.7 PCR- und Primer-Design . . . . . . . . . . . . . . 69
6.8 PCR Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70
6.9 Real Time PCR Labor-Kurs . . . . . . . . . . . . . 71
6.10 Real Time PCR Aufbaukurs:
Genexpressionsanalyse . . . . . . . . . . . . . . . . 72
6.11 Multiplex PCR Labor-Kurs . . . . . . . . . . . . . 73
6.12 PCR in der medizinischen Diagnostik und
Gen-Diagnostik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74
6.13 PCR und Real Time PCR: Trouble Shooting
und neue Entwicklungen . . . . . . . . . . . . . . 75
6.14 DNA Sequenzierung Labor-Kurs . . . . . . . . 76
6.15 Next Generation Sequencing
& Library Preparation . . . . . . . . . . . . . . . . . 77
6.16 STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal
Diagnostik und Nachweis von
. Kreuzkontmination in der Zellkultur . . . . . . 78
Molekularbiologie und PCR
6.1 Molekularbiologie Basiskurs
Inhalte und Lernziele
63
Theorie & Praxis
Die Molekularbiologie befasst sich mit der Struktur, Biosynthese und Funktion von
DNA und RNA auf molekularer Ebene und wie diese untereinander und mit Proteinen
interagieren. Die Palette der Techniken ist dabei fließend und erstreckt sich von PCR,
Klonierung, Mutagenese und rekombinanter Expression bis zur Zellkultur. Dieser Kurs
ermöglicht Ihnen den Einstieg in die gängigen molekularbiologischen DNA- und RNATechniken.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Molekularbiologie
Aufbau und Synthese von Nukleinsäuren
Prinzip der Klonierung
Klonierungsvektoren
Restriktionsendonukleasen
Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
Genregulation und Genexpression
Im Praxisteil lernen Sie folgende Methoden kennen:
Plasmid-Präparation
RNA-Isolation und reverse Transkription
Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
Agrose-Gelelektrophorese und Gelextraktion
Restriktionsverdau, Dephosphorylierung und Ligation von DNA
Herstellung kompetenter Bakterien und deren Transformation
Blau-weiß Selektion über das LacZ-Gen
Überprüfung der Klonierung mittels Restriktionsanalyse
Zielgruppe
Dozent
Empfohlene Aufbaukurse
Mitarbeiter/-innen, die einen Einstieg in die molekularbiologischen Techniken suchen,
wie Diplomanden, Doktoranden, Technisches Personal sowie Quereinsteiger.
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
in Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc
in der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics,
Angiogenese, Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September
2008 ist sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Molekularbiologie Trouble Shooting (S.64), Klonierungsstrategien (S.66)
Termine
PA4511 24.03. – 27.03.2015
PA4512 01.09. – 04.09.2015
PA4513 17.11. – 20.11.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den viertägigen Kurs 1.179,- € / 1.465,- CHF
(zzgl. MwSt.).
64
Molekularbiologie und PCR
6.2 Molekularbiologie Trouble Shooting
Inhalte und Lernziele
Theorie
Anhand ausgewählter Beispiele werden Sie Probleme aus der täglichen molekularbiologischen Arbeit besprechen und Lösungen dazu erarbeiten. Ziel ist die Optimierung
der molekularbiologischen Methoden in Ihrem Labor.
Der Kurs deckt u.a. folgende Bereiche ab:
Klonierung: TA-, Topo-Cloning, ligation independent
Ligation: blunt end, TA, Adapters (NGS)
Restriktionsenzyme: rare cutter, homing enzymes
Polymerase und Nuclease: Taq, Tth, Bst, Exonucleasen, isotherme Amplifikation
DNA-Aufreinigung: Silicat- und Chelex-Extraktion
Elektrophorese: Agarose-, Polyacrylamid-, Kapillarelektrophorese
Aktuelle Probleme und Fragestellungen aus Ihrer Praxis können in den Kurs eingebracht werden. Eigene Labordaten können im Kurs diskutiert und auf Fehlerquellen
analysiert werden.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Molekularbiologie, die die molekularbiologischen Methoden in ihrem Labor optimieren möchten.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Seminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Empfohlener Aufbaukurs
Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs (S.65)
Termine
PA4531 16.04. – 17.04.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,­- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Molekularbiologie und PCR
6.3 Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie
Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
65
Theorie
Die Umsetzung einer Labormethode zu einem erfolgreichen Dienstleistungsangebot und das Arbeiten im regulierten Umfeld erfordern die Validierung der Methode
nach gesetzlichen und statistischen Vorgaben. Dieser Kurs richtet sich an diejenigen,
die ihre Forschungs- und Entwicklungsarbeit mit einer Validierung der Methode abschließen möchten. Neben den allgemeinen Erklärungen der Grundbegriffe und Verfahren erhalten Sie einen Einblick in die mathematischen Zusammenhänge, die hinter
der Bearbeitung Ihrer Daten stehen.
Themenschwerpunkte sind:
Grundbegriffe der Validierung und Abgrenzung: Akkreditierung, Zertifizierung, Validierung, Verifizierung und Qualifizierung
Validierungsparameter: Richtigkeit, Präzision, Sensitivität, Spezifität, Linearität, Nachweisgrenze und Wiederfindungsrate
Validierungsmethoden: Systematische Beurteilung, Methoden/Laborvergleich, Auswahl geeigneter Methoden
Mathematische Grundlagen: F-Test, t-Test, Chi-Quadrat-Test, Test auf Linearität
Die praktische Umsetzung wird anhand von konkreten Beispielen besprochen:
Validierung eines ELISAs
Nachweis von Mykoplasmen in Zellkultur
Quantifizierung von Legionellen (XP T90-47)
Validierung eines zellbasierten Assays
Zielgruppe
Mitarbeiter/-innen insbesondere aus den Bereichen Analytik und Qualitätssicherung,
die an der Validierung ihrer molekularbiologischen und zellbiologischen Methoden
interessiert sind.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Seminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4711 08.09. – 09.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
66
Molekularbiologie und PCR
6.4 Klonierungsstrategien
Inhalte und Lernziele
Theorie
Dieser Kurs erläutert Ihnen intensiv die grundlegenden Methoden zur Klonierung von
DNA-Fragmenten.
Es werden folgende Methoden besprochen und angewandt:
Strategien zur erfolgreichen und effizienten Klonierung
Anforderungen an die Sequenz und die Vektoren
Vektortypen: Möglichkeiten und Auswahl (Standard-Klonierungsvektoren, eukaryotische Expressionsvektoren, induzierbare Systeme)
Enzyme: Isochizomere, kompatible Enden, geeignete Standardenzyme, fill-in und blunt end, Dephosphorylierung
Restriktionsverdau, Modifikation und Präparation
Ligation: Stöchiometrie und Diskussion verschiedener Methoden
Transformation (kompetente Bakterien, Herstellung und Kontrolle der Effizienz)
Klonanalyse, Miniprep und Maxiprep
Selektion: Antibiotika-Resistenz, Blau-Weiß-Selektion mittels b-Galactosidase
DNA-Qualitätsanforderungen und -Reinigung
Restriktionskartierung
Stop-Codon entfernen
Tipps und Tricks für schwierige Klonierungen
Klonierungsbeispiele und -übungen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Vorkenntnissen in molekularbiologischer Analytik.
Dozent
Dr. Bettina Füssel studierte Biologie in Köln und promovierte 1996 an der WolfgangGoethe-Universität Frankfurt/Main auf dem Gebiet der Hirnforschung. Seit 1996
arbeitet sie am Deutschen Krebsforschungszentrum Heidelberg als Projektleiterin
an unterschiedlichsten Forschungsprojekten. Zentral arbeitet sie an der Entwicklung
von in vitro Zellkultur- und in vivo Mausmodellen für verschiedene Erkrankungen.
Gegenwärtig untersucht sie die Kommunikation von Fibroblasten und Keratinozyten
während der Hautentwicklung und in der Wundheilung.
Empfohlener Aufbaukurs
Transfektion und Reportergenanalyse (S.49)
Termine
PA4581 04.05. – 05.05.2015
PA4582 02.11. – 03.11.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 579,- € / 719,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Molekularbiologie und PCR
6.5 RNA Interferenz
Inhalte und Lernziele
67
Theorie & Praxis
Dieser Kurs vermittelt Ihnen theoretisches Basiswissen und erweitert Ihre praktischen
Kenntnisse, damit Sie Genausschaltungs-Experimente designen und durchführen können.
Der Theorieteil beinhaltet u.a.:
Planung von RNAi Experimenten in verschiedenen Organismen und Zelltypen
Design der dsRNA, siRNA, shRNA oder miRNA nach den neuesten Algorithmen zur Optimierung der Genausschaltungseffizienz
Einbau von Kontrollexperimenten
Tipps zur Anwendung von RNAi in Organismen
Im Praxisteil werden u.a. folgende Themen behandelt:
In vitro Transkription von siRNAs und dsRNAs für transiente RNAi Experimente
Herstellung von shRNA und miRNA exprimierenden Vektoren für permanente RNAi Experimente
Transfektion und Einführung der o.g. dsRNA Spezies in Zellkulturen
Auswertung der Experimente
Zielgruppe
Der Kurs ist sowohl für Anfänger mit Vorkenntnissen in der Zellkultur und molekularbiologischen Arbeitstechniken, als auch für Fortgeschrittene geeignet.
Dozent
Dr. Ute Schepers studierte in Bonn Chemie und promovierte im Fach Biochemie am
Kekulé Institut für Organische Chemie und Biochemie Bonn auf dem Gebiet der genetischen Evaluierung von Lipidspeichererkrankungen. Von 1998 bis 2000 arbeitete sie
am Department of Cell Biology der Harvard Medical School in Boston, USA. Anfang
2001 arbeitete sie an der Universität Bonn intensiv auf dem Gebiet der Entwicklung
neuer Techniken zur in vivo Anwendung von RNA Interferenz. Gegenwärtig ist sie als
Gruppenleiterin am Institut für Toxikologie und Genetik am KIT in Karlsruhe tätig. Sie
ist Autorin des Methodenbuches “RNA Interference in Practice“.
Termine
PA4601 01.07. – 03.07.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € / 1.229,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Molekularbiologie und PCR
6.6 In situ Hybridisierung
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Mittels in situ Hybridisierung können RNA und DNA in Geweben, Zellen, Zellkernen
oder Chromosomen sichtbar gemacht werden. Dies ermöglicht eine genaue Ortsbestimmung bzw. Analyse der Verteilung der RNA bzw. DNA sowie eine Abschätzung
der Expression in Zellen und Geweben. Neben der Forschung spielt die in situ Hybridisierung auch in der Diagnostik eine wichtige Rolle.
In diesem Kurs werden die Grundlagen der in situ Hybridisierung, die zahlreichen
Varianten und Modifikationsmöglichkeiten vermittelt, die je nach Material notwendig
sind, um die Methode im Labor erfolgreich zu etablieren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der in situ Hybridisierung (DNA/RNA)
Herstellung der Präparate
Sondenherstellung und Markierung
Nachweis und Detektionssysteme
Radioaktive Markierung
Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH)
Chromogene in situ Hybridisierung (CISH)
Vorgehen und Modifizierungsmöglichkeiten
Trouble Shooting
Der praktische Teil umfasst die Analyse von zwei Genen mittels FISH an in Paraffin
eingebettetem Material.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dozent
Silvia Vogel schloss ihre Ausbildung zur MTLA an der Universität Bonn ab. Danach
spezialisierte sie sich im Bereich molekulare Diagnostik und Histologie und erhielt
2007 ihr Diplom als biomedizinische Fachanalytikerin für Molekulare Diagnostik und
Histologie. Seit 2005 arbeitet Frau Vogel am Institut für Pathologie in Wuppertal, wo
sie in der Abteilung Molekular-/ Studienpathologie mit den Schwerpunkten Immunhistologie, in situ Hybridisierung, Real-Time PCR und Pyrosequenzierung tätig ist.
Zusätzlich erlangte sie die Qualifikation zur Qualitätsbeauftragten/ internen Auditorin
in Salzburg. 2008 absolvierte sie den Studiengang zur Fachlehrerin im Bereich Histologie und unterrichtet seit 2009 nebenberuflich den Bereich Molekularbiologie an der
MTLA-Schule in Wuppertal.
Termine
PA4611 03.12. – 04.12.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Foto: Pathologie Wuppertal
68
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Molekularbiologie und PCR
6.7 PCR- und Primer-Design
Inhalte und Lernziele
69
Theorie
Die Anwendung der PCR in modernen Laboren ist äußerst vielseitig und reicht von der
regulären PCR über Multiplex-PCR-Methoden, long-PCR und Real Time PCR bis zu
komplexen Genexpressionsstudien. Die richtige Planung der PCR sowie die Auswahl
der geeigneten Zielsequenzen für die Primer entscheidet dabei oft über Erfolg und
Misserfolg der PCR.
Dieser Kurs gibt Ihnen eine Anleitung, wie Sie Ihre PCR optimal planen und durchführen.
Einführung in PCR und Real Time PCR
Planung der PCR und Real Time PCR
Oligosynthese, LNA-Oligos, Basen-Analoga, Additive und Puffer
Datenbank-Recherche nach Zielsequenzen
Strategien für das Primer Design
Primer-Design-Programme
Überprüfung der Primer-Spezifität mit: BLAST, BLAT und in-silico-PCR
ClustalX, Bioedit, Primer3, MultiPLX2.0 und FASTPCR
Im praktischen Teil arbeiten Sie mit BLAST, Genbank, dokumentieren mittels
pDRAW32, ordnen die Sequenzen mit ClustalX an und designen Primer mittels Primer3 oder FASTPCR.
Als Übungsbeispiele designen wir Primer-Sets für eine Genotypisierungs-Aufgabe,
eine Multiplex-PCR für ein Deletionsscreening und eine Multiplex-qPCR (4 SondenSystem). Gerne können Sie Ihre eigene Fragestellung mit einbringen und bearbeiten.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Molekularbiologie und PCR.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4751 12.03. – 13.03.2015
PA4752 05.11. – 06.11.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
70
Molekularbiologie und PCR
6.8 PCR Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
In diesem Kurs lernen Sie die theoretischen Grundlagen der PCR sowie die anschließende Detektion mittels elektrophoretischer Auftrennung intensiv kennen. Außerdem
erhalten Sie einen Überblick über spezielle Applikationen wie z.B. Gradienten-PCR,
Real Time PCR und reverse Transkription. Darüber hinaus sind die Optimierung von
PCR-Bedingungen, die Nutzung von Additiven und die Anwendung verschiedener
Polymerasen, das Primer-Design und die Fehleranalyse wesentliche Bestandteile des
Kurses.
Der theoretische Kursteil beinhaltet unter anderem folgende Punkte:
Grundlagen der PCR
Optimierung von PCR-Bedingungen, Temperatur-Zeit-Profil, Magnesium- und Primer-Konzentrationen
Primer-Design mit Primer3
Spezielle PCR Varianten (Touch Down-PCR, Hot Start-PCR, RT-PCR, qPCR, qRT-PCR)
Trouble Shooting
Der Praxisteil umfasst:
Durchführung einer PCR
Analyse der PCR-Produkte mittels Gelelektrophorese
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen ohne PCR Vorkenntnisse, die in
Zukunft diese Technik im eigenen Labor etablieren möchten.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Empfohlene Aufbaukurse
Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie Kompaktkurs (S.65), PCR- und PrimerDesign (S.69), Real Time PCR Labor-Kurs (S.71), Multiplex PCR Labor-Kurs (S.73),
PCR und Real Time PCR: Trouble Shooting und neue Entwicklungen (S.75), DNA
Sequenzierung Labor-Kurs (S.76)
Termine
PA4651 10.03. – 11.03.2015
PA4652 01.12. – 02.12.2015
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Molekularbiologie und PCR
6.9 Real Time PCR Labor-Kurs
Inhalte und Lernziele
71
Theorie & Praxis
Die Real Time PCR hat sich als Standard-Methode für den Nachweis und die Quantifizierung von DNA und RNA etabliert. Neben den theoretischen Grundlagen sind
in diesem Kurs das Primer-Design und die Auswahl der richtigen Detektionssonden sowie die Quantifizierung und Auswertungsmöglichkeiten der Real Time PCR
zentrale Themen. Sie erhalten weitergehende Informationen über unterschiedliche
Detektionsformate und Geräteplattformen und diskutieren deren Vor- und Nachteile.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen des biochemischen Aufbaus und der Struktur von DNA und RNA
Prinzip der Real Time PCR und unterschiedliche Detektionsformate (Eva-Green, Taqman-Sonden, Molecular Beacons etc.)
Grundlagen der Real Time PCR: Ct-Werte, Threshold, Baseline, Schmelzkurve, High Resolution Melt
Auswertung der Daten, Ableitung von Effizienz und deltaCT
Auswahl und Analyse der geeigneten endogenen Referenz
(GeNorm-, Bestkeeper-Analysen)
Primer-Design und die Auswahl der Detektionssonden
Trouble shooting
Der Praxisteil umfasst:
Bestimmung der Standard-Abweichung in technischen Replikaten
Nachweis und Quantifizierung von Legionellen mittels Standardkurve (LOD, LOQ)
Präparation von RNA und Synthese von cDNA
Relative Quantifizierung in einer Genexpressionsstudie am Beispiel der Kursdaten
Verschiedene Auswertungsmethoden
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
PCR und Real Time PCR: Trouble Shooting und neue Entwicklungen (S.75)
Empfohlener Aufbaukurs
Real Time PCR Aufbaukurs: Genexpressionsanalyse (S.72)
Termine
PA4671 11.02. – 13.02.2015
PA4672 30.09. – 02.10.2015
PA4673 24.11. – 26.11.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € / 1.229,- CHF
(zzgl. MwSt.).
72
Molekularbiologie und PCR
6.10 Real Time PCR Aufbaukurs:
Genexpressionsanalyse neu
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Genexpressionsanalysen liefern Informationen über die Umsetzung der genetischen
Information und darüber, wie sich Gene unter verschiedensten Bedingungen verhalten. Zelltypen und Gewebe exprimieren unter verschiedenen Versuchsbedingungen nur einen bestimmten Teil aller Gene in unterschiedlicher Intensität, während die
übrigen Gene „abgeschaltet“ sind. Für quantitative Analysen dieser Genregulationen
hat sich die reverse Transkription mit anschließender Real Time PCR bewährt.
In diesem Kurs erlernen Sie die Planung von Genexpressionsanalysen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aufbau und Struktur von DNA, RNA und Genomen
Exon-Intron-Struktur, Primer-Design für eine optimale Multiplex-Sonden-PCR
Prinzip der Real Time PCR und unterschiedliche Detektionsformate
Grundlagen der Real Time PCR: Ct-Werte, Threshold, Baseline
Auswahl und Analyse der geeigneten endogenen Referenz
Relative Quantifizierung mit Standard-Kurve und mittels deltaCT
Trouble Shooting
Der Praxisteil umfasst:
Präparation von total-RNA, mRNA und deren Quantifizierung
Nachweis der RNA-Integrität TapeStation (Agilent), aber auch mittels PCR und Prüfung der Abwesenheit von gDNA (Alu-PCR)
Methoden der cDNA-Synthese (Oligo-dT, random und Gen-spezifisches Priming)
Bestimmung von Effizienz, Bestimmungswert und Auswahl geeigneter endogener Referenzen
Relative Quantifizierung mit den Kursdaten
Überprüfung auf MIQE-Konformität
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen insbesondere aus medizinischen
Laboratorien mit soliden Grundkenntnissen in der Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4771 10.06. – 12.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 990,- € / 1.229,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Molekularbiologie und PCR
6.11 Multiplex PCR Labor-Kurs
Inhalte und Lernziele
73
Theorie & Praxis
Durch den Einsatz mehrerer Primerpaare in einer Reaktion können bei der Multiplex
PCR verschiedene Zielsequenzen gleichzeitig amplifiziert werden. Das bringt nicht
nur eine Zeit- und Kostenersparnis mit sich, sondern ist auch für die Zuverlässigkeit
und Aussagefähigkeit der Ergebnisse von Bedeutung: Die Verwendung einer internen
Kontrolle ermöglicht den Nachweis einer Inhibitor-freien Amplifikation in ein- und
demselben Experiment oder es besteht die Möglichkeit, die endogene Referenz und
das Gene of Interest im selben Experiment miteinander zu vergleichen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der PCR und Real Time PCR
Template-Präparationen und ihre Auswirkungen auf die Multiplex-PCR
Primer- und Sonden-Design für die Multiplex-PCR mit freier Software
Optimierung des Temperatur-Zeit-Profiles für die PCR
Optimierung der Primer-Konzentrationen
Typische Anwendungsbeispiele: Deletionsscreening, DNA fingerprint, Quantifizierung mit interner Kontrolle, Sonden für qPCR
Trouble shooting
Im praktischen Teil wenden Sie im Experiment folgende Techniken an:
Primer-Design für eine Triplex-PCR
Optimierung einer Multiplex-PCR (Kombinatorik und Taguchi-Approach)
Aufbau einer Triplex-qPCR (Sondensystem)
Optimierung einer 7plex-PCR (Deletionsscreening)
Meta-PCR
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit und ohne Vorkenntnisse in
der PCR. Der Kurs ist für PCR-Anfänger ebenso geeignet wie für Fortgeschrittene.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4681 04.05. – 05.05.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
74
Molekularbiologie und PCR
6.12 PCR in der medizinischen Diagnostik und
Gen-Diagnostik
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Der Schwerpunkt des Kurses liegt auf der Gen-Diagnostik im medizinischen Bereich,
aus der die PCR ein nicht mehr wegzudenkendes Hilfsmittel ist.
Am Beispiel der Laktose-Intoleranz des Menschen erlernen Sie in diesem Kurs, wie
man eine Gen-Diagnostik von der Gensequenz über die Analyse von SNPs (single
nucleotide polymorphism) bis zur Methodenvalidierung aufbaut.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Informations-Recherche zu Genen des Menschen, SNPs, Mutationen und Polymorphismen (OMIM, dbSNPs)
PCR-Design, -Planung und -Dokumentation für die Gen-Diagnostik
Primer-Design für die Genotypisierung
Möglichkeiten der Genotypisierung: Sequenzierung, qPCR u.a.
Datenanalyse in Bezug auf das Hardy-Weinberg-Gleichgewicht, Spezifität und Sensitivität
Validierung
Im praktischen Teil wenden Sie folgende Techniken im Experiment an:
DNA-Präparation aus Mundschleimhautabstrich
PCR-Ansatz und qPCR-Ansatz
Vorbereitung zur Sequenzierung
Restriktionsanalyse und Gelelektrophorese (PCR-RFLP)
Genotypisierung mittels Sonden und High Resolution Melt
Auswertung und Interpretation der Daten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen insbesondere aus human- und
veterinär-medizinischen Laboratorien mit soliden Grundkenntnissen in der Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4701 12.10. – 13.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Molekularbiologie und PCR
6.13 PCR und Real Time PCR: Trouble Shooting und neue Entwicklungen
Inhalte und Lernziele
75
Theorie
Sie suchen nach Optimierungsmöglichkeiten und Fehlerquellen Ihrer PCR oder Real
Time PCR und wollen mehr über die aktuellen Neuigkeiten und Trends auf diesem
Gebiet erfahren? Dann sind Sie in diesem Kurs genau richtig!
Ziel im ersten Teil des Kurses ist es, mögliche Fehlerquellen anhand ausgewählter
Beispiele zu analysieren und nach Lösungen zu suchen. Im zweiten Teil erhalten Sie
Informationen über die neuesten Entwicklungen in der PCR und Real Time PCR.
Im ersten Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Fehlerquellen bei der template-Präparation, neue Präparations-Kits
Optimierung der PCR- und Real Time PCR-Bedingungen
Methoden zur Steigerung der template Menge vor der RT-qPCR
Primer-Design Trouble Shooting, Primer-Datenbanken
Überblick über die Analytik der PCR Produkte
Im zweiten Teil zeigen wir neue Entwicklungen auf:
Updates: MIQE-Richtlinien, Daten-Analyse, RNA-integrity-Analyse
Digital PCR/droplet digital PCR, Methoden zur Einzelzell-Analyse
Aktuelle Probleme und Fragestellungen aus dem eigenen Labor können in den Kurs
eingebracht werden.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Molekularbiologie und soliden Kenntnissen in der PCR, die die PCR-Methodik in ihrem Labor optimieren möchten.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Real Time PCR Labor-Kurs (S.71)
Termine
PA4691 27.11.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 419,- € / 520,- CHF
(zzgl. MwSt.).
76
Molekularbiologie und PCR
6.14 DNA Sequenzierung Labor-Kurs
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
In diesem Kurs lernen Sie die historische Entwicklung des DNA-Sequenzierens sowie
die Möglichkeiten moderner HTS-Sequenziercenter und die Grundlagen des Next
Generation Sequencing (NGS) kennen. Sie erfahren mehr darüber, wie eine eigene
Sequenziereinheit aufzubauen ist bzw. anfallende Probleme mit schwierigen Sequenzierproben zu bewältigen sind. Die Inhalte konzentrieren sich auf die Sequenzierung
von Plasmiden und PCR-Produkten. Sie bearbeiten den gesamten Prozess von der
template-Präparation bis zur Auswertung der Sequenzen mit gängigen Softwarepaketen und Internet-Datenbanken.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen der PCR und DNA-Sequenzierung
Geräte-Übersicht
Präparation und Reinigung des Sequenzier-templates
Tricks und Tipps zum Sequenzieren schwieriger templates
Grundlagen des Next Generation Sequencings
Auswertung der Rohdaten, Analyse einfacher Elektropherogramme und Sequen-
zen aus gemischten klinischen Proben (ripseq)
Der Praxisteil umfasst:
Primer removal und Mengenbestimmung des templates
Isolation von DNA-Fragmenten aus Agarose-Gel
Sequenzierungsreaktion: PCR-Produkt und Fragment (BandPickTM-System)
Bedienung eines Kapillar-Sequenzierers am Beispiel des CEQ 8000
Auswertung mit den Programmen Chromas, TraceEditPro und ripseq
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkennt-nissen in der
Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssyteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik und Nachweis von Kreuzkontamination in der Zellkultur (S.78)
Termine
PA4641 23.06. – 24.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Molekularbiologie und PCR
6.15 Next Generation Sequencing & Library Preparation
Inhalte und Lernziele
77
Theorie & Praxis
Next Generation Sequencing (NGS) ist eine Hochdurchsatz-Sequenziermethode, die
die Sequenzierung ganzer Genome bei überschaubarem Zeit- und Kostenaufwand
erlaubt.
Der Kurs gibt einen detaillierten Überblick über die heute verfügbaren NGS-Plattformen und -Anwendungsgebiete und geht insbesondere auf die Bedeutung der
NGS Bibliotheken ein. Im Praxisteil werden Sie selbst eine NGS Bibliothek herstellen,
amplifizieren und mittels Real Time PCR quantifizieren.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Von der Sanger-Sequenzierung zum Next Generation Sequencing
NGS-Plattformen
Anwendungsgebiete
Adapter-Typen, Indexing, Emulsions-PCR und Bridge-PCR
Bias-Problematik
Pyrosequencing, Sequencing by Synthesis, Sequencing by Ligation
Genomische und Paired End Libraries
Flussdiagramm zur Library Preparation
Der Praxisteil umfasst:
Präparation gescherter DNA-Fragmente mittels Nebulizer
Library Preparation und -Amplifikation
Methoden der Größenfraktionierung
Quantifizierung mittels Real Time PCR
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA4761 27.10. – 28.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitätigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Molekularbiologie und PCR
6.16 STR-Analyse: Vaterschaftstests, Pränatal-Diagnostik
und Nachweis von Kreuzkontamination in der
Zellkultur
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Die PCR ist mittlerweile eine der wichtigsten Methoden in der Molekularbiologie. Auf
der PCR-Technik basierte STR-Analysen (DNA-Fingerprints) werden heutzutage zur
Identifizierung von Probenmaterialien bei Verwandtschaftsanalysen in der Humangenetik, in der Pränatal-Diagnostik sowie bei der Identifizierung von humanen Zelllinien in der Zellkultur eingesetzt.
In diesem Kurs erhalten Sie einen Überblick über alle Einsatzmöglichkeiten der STRAnalyse sowie deren Querverbindungen und setzen das Gelernte im Praxisteil am
Beispiel einer Zelllinien-Identifikation um.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
PCR, DNA- und Genomaufbau, DNA-Polymorphismen und Kapillarelektrophorese
Entstehung und Stabilität von STRs, Mutationsrate von STRs
Anwendungsbeispiele: Vaterschaftstest, Pränatal-Diagnose, Zellidentifizierung
Methoden der Analyse von SNPs, STRs und VNTRs
Flussdiagramm für die Analyse einer Probe zur STR-Typisierung
Der Praxisteil umfasst:
Präparation der DNA aus Zellpellets
STR-PCR und VNTR-PCR, Gelelektrophorese und Kapillarelektrophorese
Auswertung und Interpretation des STR-Profils, Datenbankabfrage
Wahrscheinlichkeitsberechnung am Beispiel von Vaterschaftstests
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Kurssyteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
DNA Sequenzierung Labor-Kurs (S.76)
Termine
PA4741 25.06. – 26.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
www.i-puma.de
78
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Foto: Andrew Cowin
Heidelberg
Eine der schönsten Städte Deutschlands – das können Sie nach einem Besuch bei uns
sicherlich bestätigen. Besucher aus aller Welt werden von dem harmonischen Ensemble von Schloss, Altstadt und Fluss inmitten der Berge angezogen. Dichter und Maler
der Romantik ließen sich hier inspirieren. Heidelberg ist die älteste Universitätsstadt
in Deutschland. Auf 150.000 Einwohner kommen heutzutage 30.000 Studenten aus
aller Herren Länder – und die prägen das Leben dieser Stadt.
80
Proteinanalyse und Immunologie
7
Proteinanalyse und Immunologie
7.1 Proteinreinigungs- und Analysemethoden . 81
7.2
SDS-PAGE Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . 82
7.3 Western Blot Labor-Kompaktkurs . . . . . . . 83
7.4 Isoelektrische Fokussierung im
Polyacrylamidgel . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84
7.5 2D-Gelelektrophorese Labor-Kurs . . . . . . . . 85
7.6 Protein-Microarrays . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
7.7 Protein- und Peptidanalytik mit
MALDI-TOF MS und ESI-Quadrupol MS . . 87
7.8 Quantitative Massenspektrometrie in der
Proteomanalytik . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88
7.9 Enzymatische Analysen und Enzymkinetik . 89
7.10 Immunhistochemie Färbemethoden . . . . . . 90
7.11 ELISA Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91
7.12 ELISA Aufbaukurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92
Proteinanalyse und Immunologie
7.1 Proteinreinigungs- und Analysemethoden
Inhalte und Lernziele
81
Theorie
Der Begriff Proteomics umfasst die Erforschung des Proteoms, d.h. der Gesamtheit
aller in einer Zelle oder einem Lebewesen exprimierten Proteine. Kritisch für ein aussagekräftiges Ergebnis in der Proteomforschung ist eine gezielte Probenvorbereitung.
Ziel des Kurses ist die Vermittlung unterschiedlicher Techniken der Probenvorbereitung
für die Proteomanalyse und das Erlernen der verschiedenen Grundoperationen zur
reproduzierbaren Aufarbeitung von Proteinproben aus Körperflüssigkeiten, Zellkulturen, Bakterien, Hefen und Geweben. Weiterhin werden die Voraussetzungen für
Techniken zur Identifikation von Protein-Interaktionen diskutiert.
Im Kurs werden Ihnen u.a. folgende Kenntnisse intensiv vermittelt:
Proteinextraktion und Aufarbeitung von Proteinproben aus verschiedenem Material
Depletion von abundanten Proteinen
Analyse von posttranslationalen Modifikationen (PTMs)
Probenvorbereitung für die zweidimensionale Gelelektrophorese
Massenspektrometrie
Immunologische Analysetechniken (Western Blot, ELISA, Protein-
Arrays, Immunhistologie)
Protein-Interaktionsstudien
Lebendzell-Fluoreszenz-Mikroskopie von Proteinen
Chromatographische Aufreinigung von Proteinfraktionen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Molekularbiologie und Zellbiologie.
Dozent
Dr. Gisela Lättig studierte Chemie mit Schwerpunkt Biochemie an der Carl-vonOssietzky-Universität in Oldenburg. Von 1998 bis 2003 war sie Mitarbeiterin der
Strukturbiologiearbeitsgruppe am Max-Delbrück-Centrum (MDC) in Berlin und beschäftigte sich mit der Expression, Reinigung und Analyse von Proteinen. Sie promovierte am MDC über die Einschleusung von Peptiden und Proteinen in lebende Zellen
und arbeitete ab 2008 als Post-Doc an der Erforschung des Einflusses von antiproliferativ wirkenden Peptiden auf die Lokalisation von Proteinen der DNA-ReplikationsMaschinerie. Seit 2009 untersucht sie den Einfluss von Proteinen bei Stress oder nach
oxidativer Schädigung von Neuronen an der Charité in Berlin.
Empfohlene Aufbaukurse
Western Blot Labor-Kompaktkurs (S.83), Isoelektrische Fokussierung im Polyacrylamidgel (S.84), 2D-Gelelektrophorese Labor-Kurs (S.85), Protein- und Peptidanalytik
mit MALDI-TOF MS und ESI-Quadrupol MS (S.87), Quantitative Massenspektrometrie in der Proteomanalytik (S.88)
Termine
PA5031 29.04. – 30.04.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € / 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
82
Proteinanalyse und Immunologie
7.2 SDS-PAGE Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Proteinanalytik wird in praktisch allen Sparten der molekularbiologischen Forschung
betrieben. Eine der gängigsten Methoden ist die elektrophoretische Auftrennung
von Einzelkomponenten eines komplexen Proteingemisches mittels PolyacrylamidGelelektrophorese (PAGE).
In diesem Kurs lernen Sie verschiedene Varianten der Polyacrylamid-Gelelektrophorese
sowie deren Anwendungsmöglichkeiten im molekularbiologischen Labor kennen.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Proteinanalytik
Proteinstruktur, -modifikationen und -synthese
Proteinisolation und quantitative Bestimmung
Proteinseparationsverfahren
Polyacrylamid-Gelelektrophorese (native und denaturierende Verfahren, kontinuierliche und diskontinuierliche Systeme)
Verschiedene Detektionsverfahren und Auswertungsmöglichkeiten
Trouble Shooting
Der Praxisteil umfasst die vollständige Durchführung einer Polyacrylamid-Gelelektrophorese:
Gießen von SDS-Polyacrylamidgelen
Proteinextraktion und quantitative Proteinbestimmung
Probenvorbereitung und Elektrophorese
Coomassie-Färbung und Silbernitratfärbung
Dokumentation
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
in Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc in
der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg über Proteomics, Angiogenese,
Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September 2008 ist sie bei
der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Western Blot Labor-Kompaktkurs (S.83)
Termine
PA4731 26.05. – 27.05.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € / 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Proteinanalyse und Immunologie
7.3 Western Blot Labor-Kompaktkurs
Inhalte und Lernziele
83
Theorie & Praxis
Einzelkomponenten eines komplexen Proteingemisches können durch Antikörper
spezifisch und hochempfindlich nachgewiesen werden. Bei der Trennung der Proteine mittels Polyacrylamid-Gelelektrophorese sind die Proteine jedoch in der Gelmatrix
für die großen Antikörpermoleküle schwer zugänglich. Daher werden die Proteine
aus dem Gel auf eine dünne Membran übertragen (Western Blot). Es entsteht eine
Kopie des Proteinmusters auf der Membran und spezifische Antikörper können darauf
ungehindert an gesuchte Proteine binden. Der Nachweis des zu detektierenden
Proteins erfolgt durch eine Farbreaktion oder Chemilumineszenz-Reaktion. Dieser
Kurs vermittelt Ihnen die Technik des Western Blots und zeigt Vor- und Nachteile
der verschiedenen Arten des Immunoblottings sowie unterschiedlicher Detektionsverfahren auf.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Proteinanalytik und der Blot-Technik
Proteinextraktion und quantitative Bestimmung
Protein-Separationsverfahren
Basiswissen über Antikörper
Verschiedene Detektionsverfahren für den Western Blot (ECL, AP, Phospho-Imager)
Trouble shooting
Der Praxisteil umfasst die vollständige Durchführung eines Western Blots:
Probenvorbereitung
SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese
Tank (Wet) und semidry blotting
Antigendetektion mittels Antikörpern und colorimetrischer Farbreaktion (alkalische Phosphatase)
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Britt Lemke studierte nach einer Ausbildung zur Biologielaborantin in Potsdam
Biologie. 2004 promovierte sie am Max-Delbrück-Centrum für Molekulare Medizin
in Berlin auf dem Gebiet der Hämatopoese. Im Anschluss arbeitete sie als Post-Doc
in der neurochirurgischen Universitätsklinik Heidelberg auf den Gebieten Proteomics,
Angiogenese, Tumorgenese und Immuntherapie von Hirntumoren. Seit September
2008 ist sie bei der PromoCell Academy als Labormanagerin und Dozentin tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
SDS-PAGE Basiskurs (S.82)
Termine
PA5011 28.05. – 29.05.2015
PA5012 05.11. – 06.11.2015
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- €/ 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
84
Proteinanalyse und Immunologie
7.4 Isoelektrische Fokussierung im Polyacrylamidgel
Inhalte und Lernziele
neu
Theorie & Praxis
Bei der Isoelektrischen Fokussierung (IEF) werden Gemische amphoterer Moleküle
wie Proteine, Enzyme, Peptide oder Anthocyane elektrophoretisch nach einem einzigen physikochemischen Parameter aufgetrennt: ihrer Ladung. Dabei erhält man eine
außerordentlich hohe Auflösung und Nachweisempfindlichkeit. Die Methode kann in
freier Lösung, Kapillaren oder in Gelmatrices aus Dextran, Agarose oder Polyacrylamid
durchgeführt werden. Der praktische Teil des Kurses konzentriert sich auf Proteintrennungen im Polyacrylamidgel in unterschiedlichen Varianten.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Elektrophorese und der isoelektrischen Fokussierung (IEF)
Praktische Gesichtspunkte der IEF
Instrumentelle Ausrüstung, technische Anforderungen
Probenvorbereitung für die IEF
Denaturierende Bedingungen
Nachweismethoden für die IEF
Anwendungen
Titrationskurven-Analyse
Immobilisierte pH-Gradienten
Problemlösungen
Der Praxisteil umfasst die Durchführung folgender Methoden:
Probenvorbereitung
Vorbereitung der Trennsysteme für die IEF
Vertikale IEF im Minigel
Horizontale IEF auf Folien-gestützten Gelen
Fixieren und Färben der Proteine
Densitometrie
Zielgruppe
Mitarbeiter/-innen, die Proteinanalytik betreiben, wie Bachelor- und Masterstudenten,
Doktoranden, Technisches Personal sowie Quereinsteiger.
Dozent
Dr. Reiner Westermeier promovierte 1981 nach dem Studium der Lebensmitteltechnologie an der Technischen Universität München zum Thema „Elektrophoretische
Trennungen von Pflanzenproteinen“. Während seiner Tätigkeit als ElektrophoreseSpezialist bei verschiedenen Firmen war er an Methodenentwicklungen beteiligt, hielt
weltweit zahlreiche Vortragsseminare, Praxiskurse und Vorträge auf wissenschaftlichen Kongressen. Er ist Autor zahlreicher wissenschaftlicher Publikationen und Buchkapitel, sowie der Bücher „Electrophoresis in Practice“ und „Proteomics in Practice“.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich nach diesem Kurs:
2D-Gelelektrophorese Labor-Kurs (S.85)
Termine
PA5181 28.04.2015
Kursbeginn 9:30 Uhr
Kursende ca. 17:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 419,- €/ 520,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Proteinanalyse und Immunologie
7.5 2D-Gelelektrophorese Labor-Kurs
Inhalte und Lernziele
neu
85
Theorie & Praxis
Bei der 2D-Gelelektrophorese werden Proteingemische nach zwei vollkommen orthogonalen physikochemischen Parametern aufgetrennt: Dem isoelektrischen Punkt in der
ersten und nach der Molekülgröße der Protein-Untereinheiten in der zweiten Dimension. Diese Methode besitzt das höchst mögliche Auflösungsvermögen für komplexe
Proteingemische: Mehrere tausend Proteinfraktionen werden in einer Gelmatrix separiert. Unterschiedliche Expressionsniveaus einzelner Proteine kann man mit geeigneten Nachweismethoden erkennen und relativ quantifizieren. Häufig werden interessante Spots aus dem Gel ausgeschnitten und das enthaltene Protein nach tryptischem
Verdau mit Massenspektrometrie analysiert. Dieser Kurs bringt Sie auf den neuesten
technischen Stand der 2D-Elektrophorese.
Im theoretischen Teil werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der elektrophoretischen Trenntechniken
Praktische Gesichtspunkte der 2D-Gelelektrophorese
Instrumentelle Ausrüstung, technische Anforderungen
Probenvorbereitung für die 2D-Gelelektrophorese
Nachweismethoden
Weiterführende Analytik, Proteom-Analyse
Problemlösungen
Im Praxisteil werden folgende Methoden durchgeführt:
Probenvorbereitung
IEF in immobilisierten pH Gradienten
Vertikale 2D-Gelelektrophorese im Minigel
Hochauflösende 2D-Gelelektrophorese im horizontalen HPE System
Densitometrie
Zielgruppe
Mitarbeiter/-innen, die Proteinanalytik betreiben, Bachelor- und Masterstudenten,
Doktoranden, Technisches Personal sowie Quereinsteiger.
Dozent
Dr. Reiner Westermeier promovierte 1981 nach dem Studium der Lebensmitteltechnologie an der Technischen Universität München zum Thema „Elektrophoretische
Trennungen von Pflanzenproteinen“. Während seiner Tätigkeit als ElektrophoreseSpezialist bei verschiedenen Firmen war er an Methodenentwicklungen beteiligt, hielt
weltweit zahlreiche Vortragsseminare, Praxiskurse und Vorträge auf wissenschaftlichen Kongressen. Er ist Autor zahlreicher wissenschaftlicher Publikationen und Buchkapitel, sowie der Bücher „Electrophoresis in Practice“ und „Proteomics in Practice“.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich vor diesem Kurs:
Isoelektrische Fokussierung im Polyacrylamidgel (S.84)
Termine
PA5191 29.04. – 30.04.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
86
Proteinanalyse und Immunologie
7.6 Protein-Microarrays
Inhalte und Lernziele
neu
Theorie & Praxis
Microarrays ermöglichen die parallele Untersuchung von bis zu tausend unterschiedlichen Parametern in einer einzelnen Probe. Dadurch können eine Vielzahl unterschiedlicher Wechselwirkungen schnell und kostengünstig analysiert werden. Neben
klassischen Experimenten auf Nukleinsäureebene, werden Microarrays heute mehr
und mehr auch für Proteinidentifizierungen oder -interaktionen eingesetzt.
In diesem Seminar wird die Microarray-Technologie in Theorie und Praxis behandelt.
In einer theoretischen Einführung lernen Sie das Prinzip und die einzelnen Versuchsschritte eines typischen Microarray-Experimentes kennen. Verschiedene Fragestellungen und mögliche Versuchs-Designs werden diskutiert. Im praktischen Teil führen Sie
einen Protein-Microarray selbstständig durch.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Grundlagen Microarrays
Probenmaterial und Vorbereitung/Markierung von Proben
Versuchs-Design (direkter Vergleich/referenzbasiertes Design)
DNA-Microarrays
Antikörper-Microarrays
Peptid-Arrays
Grundlagen der Datenanalyse
Der Praxisteil umfasst:
Fluoreszenz-Markierung der Proben
Identifizierung von Unterschieden im Proteinprofil anhand eines Antikörper-
Microarrays
Prüfen der Spezifität eines Antikörpers mittels eines komplexen Protein-Arrays
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit molekularbiologischen
Grundkenntnissen, die die Microarray-Technologie in ihrem Labor etablieren möchten.
Dozent
Dr. Christoph Schröder studierte Molekulare Biotechnologie an der Universität
Bielefeld. In seiner Promotion am Deutschen Krebsforschungszentrum (DKFZ) in
Heidelberg etablierte er einen komplexen Antikörper-Microarray, der seitdem für das
Profiling verschiedener Krebsarten eingesetzt wird. Im Frühjahr 2013 gründete Dr.
Schröder in Kooperation mit dem DKFZ und weiteren Partnern die Firma Sciomics,
die auf kundenspezifische Produktion von Antikörper-Microarrays und Servicedienstleistungen spezialisiert ist.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Statistische Auswertung von Microarrays (S.106)
Termine
PA5171 15.06. – 16.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Proteinanalyse und Immunologie
7.7 Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS
und ESI-Quadrupol MS
Inhalte und Lernziele
87
Theorie
Die Analyse eines Proteoms erfordert aufgrund der enormen Komplexität schnelle
Methoden zur Proteinidentifizierung. Da viele Komponenten eines Proteoms nur
in sehr geringen Mengen exprimiert werden, müssen diese Methoden zudem eine
hohe Nachweisempfindlichkeit aufweisen. Die Entwicklung schonender IonisierungsTechniken und die Fortschritte bei der Genomsequenzierung erlauben nun den Einsatz
automatisierbarer und hoch sensitiver massenspektrometrischer (MS) Techniken zur
Identifizierung von Proteinen. Eine der verwendeten Techniken ist die MALDI TOF
MS (matrix-assisted laser desorption ionization, gekoppelt mit einem time of flight
Massenanalysator).
In diesem Seminar lernen Sie die Grundzüge der Massenspektrometrie sowie die notwendigen Teilschritte einer Protein-Identifizierung mit MALDI-TOF bzw. MALDI TOF/
TOF MS kennen. Theoretisches Hintergrundwissen wird dabei durch Demonstrationsversuche im Labor vertieft. Weiterhin werden Sie eine Einführung in die Quadrupol
Massenspektrometrie nach Elektrospray-Ionisierung (ESI) erhalten. Möglichkeiten und
Schwierigkeiten dieser beiden Methoden werden in Hinblick auf biologische Fragestellungen diskutiert.
Im Kurs wird Ihnen u.a. folgendes vermittelt:
MALDI-TOF-MS von Biomolekülen
Peaks und was dahinter steckt
Elektrospray-Ionisierung
Grundlagen der Peptidsequenzierung
Datenbanksuche zur Proteinidentifizierung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit und ohne Kenntnissen in der
Massenspektrometrie.
Dozent
Dr. Thomas Ruppert promovierte nach dem Chemiestudium im Fachbereich Chemie
der Universität Regensburg auf dem Gebiet der Proteinreinigung/Proteinanalytik. Als
wissenschaftlicher Angestellter spezialisierte er sich auf Peptidanalytik in den medizinischen Fakultäten der Universitäten Ulm, Heidelberg, München und Berlin. Seit
2000 leitet er die Zentraleinrichtung für Massenspektrometrie und Proteomics am
Zentrum für Molekulare Biologie der Universität Heidelberg (ZMBH).
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Quantitative Massenspektrometrie in der Proteomanalytik (S.88)
Termine
PA5041 13.04.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 419,- € / 520,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
88
Proteinanalyse und Immunologie
7.8 Quantitative Massenspektrometrie in der
Proteomanalytik neu
Inhalte und Lernziele
Theorie
Die massenspektrometrische Proteinidentifizierung erfolgt in der Regel über Sequenzierung (MSMS) der nach proteolytischem Verdau der Proteine generierten Peptide.
Mit der enormen Sensitivität heutiger Massenspektrometer können aus komplexen
Peptidmischungen nach chromatographischer Trennung Tausende von Peptiden aus
einer einzigen Probe sequenziert werden. Das Ergebnis einer solchen Untersuchung
ist zunächst eine lange Liste von Peptiden und den daraus resultierenden Proteinen.
Um die biologische Relevanz der einzelnen Proteine einordnen zu können, ist es unbedingt erforderlich, diese Proteinlisten mit quantitativen Informationen zu versehen,
entweder relativ gegenüber einer Kontrollprobe oder als absolute Mengenangaben.
In diesem Kurs werden die gebräuchlichen Methoden der stabilen Isotopenmarkierung wie SILAC, ICPL, iTRAQ oder Dimethyl-Markierung vorgestellt und die prinzipiellen Aspekte gegenüber labelfreier Quantifizierung erörtert. An einem realen Datensatz werden die Software-Pakete MaxQuant/Perseus und Proteome-Discoverer mit
ihren Vor- und Nachteilen bei der Quantifizierung komplexer Datensätze vorgestellt.
Als weiterer Schwerpunkt werden zwei prinzipielle Strategien der quantitativen Proteomanalytik gegenübergestellt: die klassische discovery-basierende Strategie und die
zielgerichtete Analytik mit MRM (multi reaction monitoring).
Themen dieses Kurses sind u.a.:
HPLC-ESI MSMS Analytik
Stabile Isotopenmarkierung
SILAC, ICPL, iTRAQ, Dimethyl-Labeling
Software: MaxQuant und Proteome-Discoverer
Targeted proteomics mit MRM
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
massenspektrometrischen Peptid- und Proteinanalytik.
Dozent
Dr. Thomas Ruppert promovierte nach dem Chemiestudium im Fachbereich Chemie
der Universität Regensburg auf dem Gebiet der Proteinreinigung/Proteinanalytik. Als
wissenschaftlicher Angestellter spezialisierte er sich auf Peptidanalytik in den medizinischen Fakultäten der Universitäten Ulm, Heidelberg, München und Berlin. Seit 2000
leitet er die Zentraleinrichtung für Massenspektrometrie und Proteomics am Zentrum
für Molekulare Biologie der Universität Heidelberg (ZMBH).
Kurssysteme
Folgener Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF und ESI-Quadrupol MS (S.87)
Termine
PA5161 14.04. – 15.04.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eineinhalbtägigen Kurs 579,- € / 719,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Proteinanalyse und Immunologie
7.9 Enzymatische Analysen und Enzymkinetik
Inhalte und Lernziele
89
Theorie & Praxis
Enzymatische Aktivitätstests spielen eine wichtige Rolle in der Biochemie, Biotechnologie und medizinischen Diagnostik. In diesem Kurs werden Messtechniken und
Testsysteme für verschiedene Enzymaktivitäten und Beispiele zur Bestimmung verschiedenster zellulärer Metabolite vorgestellt. Sie erhalten eine Einführung in die
Entwicklung solcher Test- und Messsysteme (u.a. einfache und gekoppelte optische
Tests, Umsetzung chromogener und fluorogener Substrate). Faktoren, die die Enzymaktivität und -stabilität während der Isolierung, der Lagerung sowie während des Aktivitätstests selbst beeinflussen, werden behandelt und Fehlerquellen bei der Durchführung von Messungen aufgezeigt. Breiten Raum nehmen auch kinetische Analysen
und die praxisorientierte Erarbeitung des zugehörigen theoretischen Hintergrunds ein.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
Aktivität und Stabilität von Enzymen
Enzymatische Tests und Messtechniken
Quantitative Bestimmung von Metaboliten
Enzymkinetik (Michaelis-Menten-Gleichung)
Inhibitionen (Inhibitor-Konstante und IC50)
Der praktische Teil umfasst:
Photometrische und fluorimetrische Messungen
Enzymkinetische Messungen
Enzymatische Aktivitätstests
Quantitative Bestimmung von Metaboliten
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit biochemischen Grundkenntnissen.
Dozent
PD Dr. Wulf Plaga studierte in Konstanz und Heidelberg Biologie und promovierte am
Institut für Biologische Chemie in Heidelberg. Von 1989 bis 1991 war er Forschungsstipendiat am Max-Planck-Institut für Biochemie in Martinsried. Anschließend war er
als wissenschaftlicher Angestellter am Zentrum für Molekulare Biologie der Universität
Heidelberg (ZMBH) tätig und habilitierte 2000 an der Fakultät für Biologie der Universität Heidelberg (Venia legendi für Molekularbiologie). Seit 2000 ist er als Privatdozent
und Lehrbeauftragter an der Universität Heidelberg tätig.
Termine
PA5051 07.10. – 09.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 13:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweieinhalbtägigen Kurs 789,- € / 979,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
90
Proteinanalyse und Immunologie
7.10 Immunhistochemie Färbemethoden
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Als Immunhistochemie bezeichnet man die Untersuchung von Geweben mit immunchemischen Methoden, in erster Linie die Anfärbung von Zell- oder Gewebestrukturen
mit an Antikörper gekoppelten Farbstoffen. Man nutzt die Spezifität von Antikörpern,
um die Verteilung von bestimmten Antigenen am histologischen Schnitt oder in der
Zelle sichtbar zu machen.
Der Kurs besteht aus einem umfangreichen Praxisteil in Kombination mit Grundlagenvorlesungen zur Immunhistochemie.
Folgende Themen werden im theoretischen Teil u.a. behandelt:
Grundlagen der Immunchemie (Verdünnung, Inkubation, Stabilität, Kreuzreaktivität von Antikörpern)
Färbemethoden (Fluoreszenz- und enzymatische Methoden)
Grundlage der Doppelfärbung
Kontrollen und Standardisierung
Fehlerquellen und trouble shooting
Der Praxisteil umfasst:
Verarbeitung und Vorbereitung von Gewebe (Paraffin und Gefrierschnitte)
Antigen-Demaskierung
Anfertigung von Paraffinschnitten
Immunhistochemische Färbung von verschiedenen Oberflächenantigenen in verschiedenen Organen
Die Teilnehmer haben die Möglichkeit, ausgewählte eigene Färbungen mitzubringen
und diese mit dem Dozenten während des Kurses zu diskutieren.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die immunhistochemische
Methoden erlernen oder bereits etablierte Methoden verbessern möchten.
Dozententeam
Frau Katrin Wolk ist Medizinisch-Technische Assistentin und verfügt über langjährige
Erfahrung in der Pathologie. 2005 hat sie das immunhistochemische Labor der Universitätspathologie Mannheim, welches sie heute leitet, mit aufgebaut.
PD Dr. Timo Gaiser studierte Medizin in Lübeck und promovierte dort am Institut
für Pathologie. 2009 erwarb er seinen Facharzt für Pathologie bevor er von 2009
bis 2011 ein Post-Doc Stipendium am National Institutes of Health in Bethesda,
USA in der Tumorgenetik absolvierte. Er habilitierte auf dem Gebiet der molekularen
Pathologie und ist seit Juni 2012 Leitender Oberarzt am Pathologischen Institut des
Universitätsklinikums Mannheims.
Termine
PA5091 12.05. – 13.05.2015
PA5092 09.11. – 10.11.2015
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Proteinanalyse und Immunologie
7.11 ELISA Basiskurs
Inhalte und Lernziele
91
Theorie & Praxis
In diesem Seminar wird Ihnen die ELISA-Technik in Theorie und Praxis vermittelt.
Nach einer theoretischen Einführung in das Prinzip eines ELISAs werden Sie einen
Sandwich- und einen kompetitiven ELISA im Labor durchführen. Durch die anschließende Auswertung der Ergebnisse werden Kriterien der Qualitätskontrolle sowie die
möglichen Ursachen von Fehlern besprochen.
Im theoretischen Teil werden u.a. folgende Themen behandelt:
ELISA Grundlagen
Sandwich-ELISA
Kompetitive/nicht-kompetitive Nachweisverfahren
Probenmaterial und die Vorbereitung von Proben
Antikörperwahl
Plastikoberflächen und Beschichtung
Standards und Kontrollen
Detektions-Systeme
ELISA Kenngrößen (Nachweisgrenze, Richtigkeit, Reproduzierbarkeit, Wiederfindung, Linearität)
Auswertung der Daten und Qualitätskontrolle
Trouble shooting
Der Praxisteil umfasst:
Durchführung eines Sandwich-ELISAs
Durchführung eines kompetitiven ELISAs
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die in ihrem Labor die ELISATechnik etablieren möchten.
Dozent
Dr. Peter Schröder studierte Biologie an der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf und
promovierte dort am Institut für physiologische Chemie I. Nach Auslandsaufenthalten
in Milwaukee und Stockholm wurde er wissenschaftlicher Mitarbeiter am Institut für
umweltmedizinische Forschung an der Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf. Er war an
der Entwicklung von ELISAs zur Quantifizierung von Sexualhormonen bei pelagischen
Fischen beteiligt und sammelte Erfahrung mit verschiedensten kommerziell erhältlichen
ELISAs in den Bereichen oxidativer Stress, Dermatologie und Alternsforschung. Seit
2011 ist Dr. Schröder als freiberuflicher Dozent, Coach und Berater tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
ELISA Aufbaukurs (S.92)
Termine
PA5111 16.03. – 17.03.2015
PA5112 14.09. – 15.09.2015
PA5113 07.12. – 08.12.2015
Interesse an einem Training
in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
92
Proteinanalyse und Immunologie
7.12 ELISA Aufbaukurs
Inhalte und Lernziele
Theorie & Praxis
Nach der Teilnahme an diesem Seminar besitzen Sie das Wissen, um ELISAs in Ihrem
Umfeld zu etablieren. In Theorie-Modulen setzen Sie sich mit der Technik und den
Systemparametern auseinander. Im Praxis-Modul setzen Sie das Erlernte zur Lösung
einer analytischen Fragestellung um (Bestimmung der Verunreinigung eines Produktes
mit Hilfe eines biochemischen Assays). Hierzu bauen Sie unter Anleitung ein ELISASystem auf und optimieren dieses. Abschließend werden im Rahmen einer systematischen Fehleranalyse mögliche Schwachstellen des Systems erkannt und beseitigt.
Der Kurs behandelt folgende Schwerpunkte:
Kurze Einführung in die ELISA-Technik und Abgrenzung wichtiger Begriffe
Assayformate und Komponenten eines ELISA-Systems
Herstellung von Antikörper-Konjugaten
Möglichkeiten zur Optimierung der Komponenten
Auswahl des optimalen ELISA-Konzeptes
Optimierung von Robustheit und Haltbarkeit des Testsystems
Entwicklungsstrategie - von der Ermittlung der Anforderungen zum fertigen Assay
Ermittlung der Leistungsdaten - Verifizierung und Validierung eines ELISA
Trouble Shooting durch systematische Fehleranalyse
Standardisierung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die neue ELISA-Verfahren in
ihrem Labor etablieren und optimieren oder im Rahmen von F&E zu einem verkaufsfertigen Produkt weiterentwickeln möchten.
Dozenten
Dr. Matthias Herkert studierte in Heidelberg Biologie und promovierte über Metalloproteasen. Danach arbeitete er am Zentrum für Molekularbiologie Heidelberg
(ZMBH) und der Universität Erlangen-Nürnberg an den Mechanismen neuronaler
Degeneration. 2001 wechselte er zu mtm laboratories und war für die Entwicklung
immundiagnostischer Verfahren zur Krebs-Früherkennung verantwortlich. Seit 2008
arbeitet er bei der Firma DRG Instruments in Marburg im Bereich ELISA-Entwicklung.
Dr. Michael Oed promovierte an der Universität Mainz über die Interaktion viraler und eukaryotischer DNA. Danach arbeitete er als Projektleiter bei Byk-Sangtec
Diagnostica (ALTANA) und als Leiter der Entwicklung bei mtm laboratories. Seit 2010
ist Dr. Oed als VP Produktentwicklung/QMB bei der Theracode GmbH für die Entwicklung immundiagnostischer Verfahren und das Qualitätsmanagement verantwortlich. Dr. Oed ist u.a. im Bereich cGMP-gerechte Entwicklung und Herstellung von
IVD-Produkten beratend für Unternehmen tätig.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
ELISA Basiskurs (S.91)
Termine
PA5131 18.03. – 20.03.2015
PA5133 16.09. – 18.09.2015
PA5134 09.12. – 11.12.2015
Aktuelle Zusatzkurse und
freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 13:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweieinhalbtägigen Kurs 879,- € / 1.089,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Foto: Andrew Cowin
Studentenkuss
Fridolin Knösel, Konditormeister mit Leib und Seele, schuf diesen süßen Traum aus
Nougat, Waffel und Schokolade – den Sie sich in keinem Fall entgehen lassen sollten
– Ende des 19. Jahrhunderts. Im Café Knösel tauschten junge Damen, sehr zum Ärgernis der Gouvernanten, heiße Blicke mit Studenten aus. Der Konditor, dem dies nicht
entging, überraschte eines Tages mit dem Konfekt, das er „Studentenkuss“ nannte.
Diese Küsse akzeptierten die Gouvernanten, wobei sie nicht verhindern konnten, dass
die echten weiter erträumt und später sicherlich verwirklicht wurden.
94
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8
Fermentation, Bioreaktoren &
Mikrobiologie
8.1 Mikrobiologie Basiskurs und Einführung
in die Qualitätskontrolle . . . . . . . . . . . . . . 95
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle . . . . . 96
8.3 Grundlagen der mikrobiellen
Fermentation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 97
8.4 Industrielle Zellkulturtechnik . . . . . . . . . . . 98
8.5 Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren . 99
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8.1 Mikrobiologie Basiskurs und Einführung in die
Qualitätskontrolle
Inhalte und Lernziele
95
Theorie & Praxis
In diesem Kurs werden die Grundlagen der Mikrobiologie in Theorie und Praxis vorgestellt. Die Fortbildung vermittelt allen, die mit Mikroorganismen arbeiten, ein solides
Basiswissen. Unter anderem werden die in der Mikrobiologie wichtigen Begriffe erklärt und ein Einstieg in eine wichtige Anwendung der Mikrobiologie, die mikrobiologische Qualitätskontrolle, gegeben.
Folgende Themen werden im Theorieteil behandelt:
Einführung in die Mikrobiologie
Hemmung und Abtötung von Mikroorganismen
Nachweis und Bestimmung von Mikroorganismen
Mikrobiologische Qualitätskontrolle in Pharmaka, Lebensmitteln etc.
Pathogene Mikroorganismen
Im Praxisteil werden mikrobiologische Grundtechniken geübt:
Aseptisches Arbeiten, Sterilisieren und Desinfizieren
Identifizierung von Bakterien im Phasenkontrastmikroskop
Herstellung von Nährmedien
Charakterisierung von Mikroorganismen mit der „Bunten Reihe“
Keimzahlbestimmung und Wachstumskurve
Mikrobiologische Wasseruntersuchung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit allgemeiner Laborerfahrung.
Dieser Kurs eignet sich für Anfänger im Bereich der biologischen Forschung, der Biotechnologie und der mikrobiologischen Qualitätskontrolle.
Dozent
Prof. Dr. Matthias Mack studierte Mikrobiologie an der Universität in Marburg und
Biochemie an der University Stockton (USA). Nach der Promotion (1995) wechselte er
zur Hoffmann-La Roche AG in Basel, wo er an der Verbesserung industrieller Produktionsstämme arbeitete. Anschließend baute er die Abteilung Mikrobiologie des Startup-Unternehmens BASF-LYNX Bioscience AG in Heidelberg neu auf und beschäftigte
sich dort speziell mit der Expressionsanalyse von Mikroorganismen. Seit dem Wintersemester 2000 vertritt er an der Fachhochschule Mannheim das Fach molekulare
Mikrobiologie in Forschung und Lehre.
Empfohlener Aufbaukurs
Mikrobiologische Qualitätskontrolle (S.96)
Termine
PA5511 25.02. – 27.02.2015
PA5512 09.09. – 11.09.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den dreitägigen Kurs 1.049,- € / 1.299,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
96
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8.2 Mikrobiologische Qualitätskontrolle
Inhalte und Lernziele
Theorie
Die mikrobiologische Qualitätskontrolle soll sicherstellen, dass ein hergestelltes
Produkt ein festgelegtes und reproduzierbares Qualitätsniveau erreicht. Die hierzu
notwendigen Schritte reichen von der Kontrolle der eingesetzten Materialien und
Geräte bis zur Validierung der Testmethoden. In diesem Kurs werden die Grundlagen
der mikrobiologischen Qualitätskontrolle praxisnah vorgestellt.
Folgende Themen werden behandelt:
Mikrobiologische Testverfahren
Mikrobiologische Prüfung von Arzneimitteln
Nachweis und Identifizierung von Mikroorganismen
Mikrobiologische Umgebungskontrollen
Reinigung und Desinfektion
Qualifizierung und Validierung
Umgang mit Abweichungen und „Out of Specification“ – Ergebnissen (OOS)
Fallbeispiele & Workshops
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Mikrobiologie.
Dozent
Dr. Marcel Goverde studierte Biologie an der Universität Basel. Nach Tätigkeiten im
Bereich des Pflanzenschutzes, dem Unterrichtswesen und einem Entwicklungsprojekt
in Costa Rica leitete er von 2002 bis 2010 die Qualitätskontrolllabore im mikrobiologischen Bereich der F. Hoffmann-La Roche AG in Basel. Von 2010 bis 2011 arbeitete er
als Fachexperte zur mikrobiologischen Prüfung von Wirkstoffen bei Novartis Pharma
AG Basel. 2011 gründete er seine eigene Firma, welche im GMP Umfeld für Beratungen, Schulungen und Projektmanagement zuständig ist. Zusätzlich ist er ausgebildet
in Lean Six Sigma, Risikomanagement und ist der Schweizer Expertenvertreter in der
EDQM Arbeitsgruppe für moderne mikrobiologische Methoden.
Termine
PA5521 29.10. – 30.10.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
20 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 849,- € / 1.059,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8.3 Grundlagen der mikrobiellen Fermentation
Inhalte und Lernziele
97
Theorie
Die Herstellung von Wertstoffen mit Hilfe von Mikroorganismen („mikrobielle
Fermentation“) ist ein wichtiger Herstellungsprozess in unserer modernen Welt. Mikrobiologen, Biochemiker, Zellbiologen und Verfahrensingenieure suchen ständig nach
neuen Wegen, um das Wachstum der Zellen bzw. die Produktbildung zu optimieren.
Dieser Theoriekurs führt in die mikrobiologischen, biochemischen, molekularbiologischen und technischen Aspekte ein.
Folgende Punkte werden behandelt:
Grundlagen der Zellbiologie
Ablauf biotechnologischer Verfahren
Wachstum von Mikroorganismen bzw. Zellkulturen
Produktbildung, Wachstumssubstrate (Nährmedien) und Energiequellen
Stoffwechsel von Mikroorganismen
Produktionsstämme und deren Optimierung
Gentechnisch veränderte Produktionsstämme (Metabolic Engineering) und gentechnische Sicherheit
Fallstudie: Herstellung von rekombinantem Vitamin B2 im Bakterium Bacillus subtilis
Fallstudie: Herstellung von rekombinanten Proteinen in der Hefe Pichia pastoris
Bioreaktorsysteme (Fermenter) und deren Aufbau
Sterilisation von Bioreaktoren
Zellernte, Produktgewinnung und Aufarbeitung
Zielgruppe
Mitarbeiter/-innen, die mit klassischen oder modernen biotechnologischen Prozessen
arbeiten und einen Einstieg in die Produktion mit Hilfe von Mikroorganismen suchen.
Dozent
Prof. Dr. Matthias Mack studierte Mikrobiologie an der Universität in Marburg und
Biochemie an der University Stockton (USA). Nach der Promotion (1995) wechselte er zur Hoffmann-La Roche AG in Basel, wo er an der Verbesserung industrieller
Produktionsstämme arbeitete. Anschließend baute er die Abteilung Mikrobiologie
des Start-up-Unternehmens BASF-LYNX Bioscience AG in Heidelberg neu auf und
beschäftigte sich dort speziell mit der Expressionsanalyse von Mikroorganismen. Seit
dem Wintersemester 2000 vertritt er an der Hochschule Mannheim das Fach molekulare Mikrobiologie in Forschung und Lehre.
Empfohlener Aufbaukurs
Mikrobiologische Qualitätskontrolle (S.96)
Termine
PA5531 08.06. – 09.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
12 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
98
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8.4 Industrielle Zellkulturtechnik
Inhalte und Lernziele
Theorie
Auf dem Weg von der Zellkulturflasche zum Produktionsmaßstab können verschiedene Bioreaktoren (z.B. Rührkessel-Bioreaktor, Single-use bags, Festbettreaktoren
oder Hohlfasermodule) für die Gewinnung größerer Mengen tierischer oder humaner Zellen oder deren Produkte (z.B. Antikörper) eingesetzt werden. Dabei macht die
Vielzahl und Komplexität der verfügbaren Typen den Einstieg in die Bioreaktortechnologie schwierig. Dieser Theoriekurs vermittelt Ihnen das Basiswissen für die Auswahl
und den Umgang mit Bioreaktoren für Zellkulturen. Grundfunktionen des Bioreaktors
werden anhand von Simulationen mit einem „virtuellen“ Bioreaktor vermittelt.
Es werden folgende Themen behandelt:
Anforderungen an die Kultivierung tierischer und humaner Zellen
Übersicht Bioreaktoren für Zellkulturtechnik
Aufbau, Instrumentierung und Betrieb eines Labor-Bioreaktors
Prozessführung (Batch, Fed-Batch, kontinuierlich)
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen
in der Zellkultur und Zellbiologie. Kenntnisse in der Bioreaktortechnik sind nicht notwendig.
Dozent
Prof. Dr.-Ing. Ralf Pörtner studierte Chemietechnik an der Universität Dortmund
und promovierte dort am Lehrstuhl für mechanische Verfahrenstechnik. Nach einem
Post-Doc-Aufenthalt an der University of Tsukuba, Japan übernahm er an der Technischen Universität Hamburg-Harburg die Funktion des Oberingenieurs und Leiters der
Arbeitsgruppe „Zellkulturtechnik und Tissue Engineering“. Nach seiner Habilitation
wurde er 1997 zum Privatdozenten ernannt. Parallel war er als Lehrbeauftragter für
die Hochschule für Angewandte Wissenschaften (HAW) Hamburg tätig. Derzeit gehört er zu den Koordinatoren des Forschungsschwerpunktes „Regeneration, Implantate und Medizintechnik“ der TU Hamburg- Harburg. Seit 2010 ist er
Honorarprofessor an der Technischen Hochschule Mittelhessen, Gießen.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt nach diesem Kurs:
Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren (S.99)
Termine
PA5541 10.11. – 11.11.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 869,- € / 1.079,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Fermentation, Bioreaktoren & Mikrobiologie
8.5 Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren
Inhalte und Lernziele
99
Theorie
Die Betriebsweise eines Bioreaktors richtet sich ganz wesentlich nach der Aufgabenstellung. So sind Batch-Kulturen einfach und sicher durchzuführen, erbringen jedoch
meist nur geringe Zell- und Produktausbeuten. Durch einen Fed-Batch lässt sich die
Ausbeute erheblich steigern, erfordert jedoch spezielle Fütterungsstrategien. Kontinuierliche Chemostat-Kulturen eignen sich vorzugsweise für die Ermittlung kinetischer
Kenndaten der Zellen. Perfusionskulturen mit Zellrückhaltung versprechen hohe
Zell- und Produktausbeuten. Im Kurs werden verschiedene Prozessführungsstrategien
sowie deren Vor- und Nachteile für entsprechende Fragestellungen diskutiert. Anhand
einer Simulation mit einem „virtuellen“ Bioreaktor werden Batch-, Fed-Batch- und
Chemostat-Experimente durchgeführt und Strategien zur optimalen Führung dieser
Prozesse vermittelt.
Schwerpunktthemen des Kurses sind unter anderem:
Betriebsweisen von Zellkultur-Bioreaktoren (Batch, Fed-Batch, Chemostat, Perfusion)
Auswertung von Daten zur Kultivierung
Erstellung von Versuchsplänen (Design of Experiments)
Ermittlung von Kenndaten für Zellkulturprozesse
Simulation der Strategien durch die Teilnehmer am PC
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit soliden Grundkenntnissen in
der Zellkultur und Zellbiologie sowie Grundkenntnissen in Bioreaktortechnik.
Dozent
Prof. Dr.-Ing. Ralf Pörtner studierte Chemietechnik an der Universität Dortmund
und promovierte dort am Lehrstuhl für mechanische Verfahrenstechnik. Nach einem
Post-Doc-Aufenthalt an der University of Tsukuba, Japan übernahm er an der Technischen Universität Hamburg-Harburg die Funktion des Oberingenieurs und Leiters der
Arbeitsgruppe „Zellkulturtechnik und Tissue Engineering“. Nach seiner Habilitation
wurde er 1997 zum Privatdozenten ernannt. Parallel war er als Lehrbeauftragter für
die Hochschule für Angewandte Wissenschaften (HAW) Hamburg tätig. Derzeit gehört er zu den Koordinatoren des Forschungsschwerpunktes „Regeneration, Implantate und Medizintechnik“ der TU Hamburg- Harburg. Seit 2010 ist er
Honorarprofessor an der Technischen Hochschule Mittelhessen, Gießen.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Industrielle Zellkulturtechnik (S.98)
Termine
PA5551 12.11. – 13.11.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 869,- € / 1.079,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
100
Biomathematik und Statistik
9
Biomathematik und Statistik
9.1 Labormathematik Basiskurs . . . . . . . . . . . 101
9.2 Excel® Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 102
9.3 Biostatistik Basiskurs . . . . . . . . . . . . . . . . 103
9.4 Statistik mit Excel® . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
9.5 Datenbankrecherche . . . . . . . . . . . . . . . . 105
9.6 Statistische Auswertung von Microarrays . 106
Biomathematik und Statistik
9.1 Labormathematik Basiskurs
Inhalte und Lernziele
101
Theorie
Dieser Kurs greift viele immer wiederkehrende Fragestellungen auf, die Einsteigern
aber auch Fortgeschrittenen im Labor das Leben oft schwer machen. Ziel dieses Seminars ist es, gängige biologisch-mathematische Themen aufzuarbeiten und zu üben.
Schwerpunkte dieses Kurses sind:
Molarität
Normalität
Prozentrechnung
Verdünnungsreihe
Herstellung einer Gebrauchslösung aus einer konzentrierten Lösung
Herstellung einer Gebrauchslösung aus zwei Vorratslösungen (Mischungskreuz)
Herstellung einer Gebrauchslösung unter Berücksichtigung der Dichte
Erstellen einer Kalibrierung und Bestimmung einer Unbekannten
Konzentration mittels linearer Regression
Umrechnung einer Mengenangabe in eine Konzentrationsangabe
Berechnungen in der Zellkultur: Generationszeit und Generationszahl, Zellzahlbestimmung
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen in der
Zellkultur und Molekularbiologie.
Dozent
Dr. Alexandra Olling studierte an der Leibniz Universität Hannover Diplom-Biochemie. Anschließend promovierte sie am Institut für Toxikologie an der Medizinischen
Hochschule Hannover (MHH) und erforschte als Post-Doc die zelluläre Aufnahme
und Wirkungen der Toxine von Clostridium difficile. Nebenbei engagierte sie sich
als Dozentin in der studentischen Lehre des Studiengangs Humanmedizin. Seit März
2014 ist sie als Studien- und Validierungsmanagerin bei der R-Biopharm AG in Darmstadt tätig.
Empfohlener Aufbaukurs
Excel® Basiskurs (S.102), Biostatistik Basiskurs (S.103), Statistik mit Excel® (S.104)
Termine
PA6011 16.11.2015
Kursbeginn 9:00 Uhr
Kursende ca. 16:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den eintägigen Kurs 389,- € / 485,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
102
Biomathematik und Statistik
9.2 Excel® Basiskurs
Inhalte und Lernziele
Theorie
Dieser Kurs vermittelt Ihnen die Grundlagen des Tabellenkalkulationsprogramms
Microsoft-Excel®. Neben einer praxisorientierten Einführung wird das Handwerkszeug
für die Bearbeitung einfacher Datenstrukturen mit Excel® geschult und am PC direkt
umgesetzt. Der Kurs ist insbesondere für Einsteiger konzipiert. Ziel ist es, einen effizienten Umgang mit dem Pogramm im Hinblick auf Standardaufgaben zu vermitteln.
Schwerpunkte dieses Kurses sind:
Excel® Bildschirm und grundlegende Bezeichnungen
Tabellenblätter, Spalten, Zeilen, Zellen
Eingabe, Kommentare, Bewegen, Markieren
Formatierung
Gültigkeitsregeln, Fehlerroutinen
Zugriffschutz
Fehlermeldungen
Funktionen & Operatoren
Datenlisten & -tabellen
Diagramme
Drucken & Speichern
Praxisbeispiel: Präzisionskontrolle im Laborbereich
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen mit Grundkenntnissen im
Windows-Betriebssystem.
Dozent
Dipl.-Ing. Eric Ludmann studierte technische Kybernetik an der Universität Stuttgart
mit der Fachrichtung Medizintechnik. Nach einem Forschungsaufenthalt in Toronto,
Kanada, arbeitete er in verschiedenen Positionen als Projektingenieur, z.B. bei MELAG
Medizintechnik, ITT-Industries und bei Bombardier Transportation. Seit Ende 2011 ist
Herr Ludmann als Entwicklungsingenieur und im medizinischen Bereich selbstständig
tätig und ist Dozent im Bereich der Hochschul- und Erwachsenenbildung.
Empfohlener Aufbaukurs
Statistik mit Excel® (S.104)
Termine
PA6061 29.06. – 30.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € / 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Biomathematik und Statistik
9.3 Biostatistik Basiskurs
Inhalte und Lernziele
103
Theorie
Ziel dieses Kurses ist es, Sie mit den gängigsten statistischen Methoden vertraut zu
machen und diese anhand von konkreten Rechenbeispielen zu erklären und zu üben.
Themen des Kurses sind:
Beschreibende Statistik
Statistische Verteilungen (Normalverteilung, Prüfverteilungen)
Schätzfunktion und Konfidenzintervall
Übersicht: Tests für Mittelwerte (parametrische Verfahren)
Vergleich zweier unabhängiger Gruppen (Zwei-Stichproben t-Test)
Vergleich mehrerer unabhängiger Gruppen (einfache Varianzanalyse)
Exkurs: nicht-parametrische Verfahren
Regression und Korrelation
Tests für Häufigkeiten (Chi2-Test)
Zielgruppe
Technische, wissenschaftliche und medizinische Mitarbeiter/-innen, zu deren Aufgaben die Darstellung, Auswertung und Interpretation von Messergebnissen gehören.
Dozent
Dr. Joachim Brade studierte Volkswirtschaftslehre mit Schwerpunkt Statistik an den
Universitäten Heidelberg und Mannheim. Seine Dissertation im Bereich Humanbiologie erfolgte an der Medizinischen Fakultät der Universität Ulm. Er arbeitete an verschiedenen Forschungsinstituten und in der pharmazeutischen Industrie. Zurzeit ist er
an der Medizinischen Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg als Lehrbeauftragter für das Fach Biomathematik und Epidemiologie beschäftigt. Zu seinem Aufgabenbereich gehört auch die statistische Beratung von medizinischen Doktoranden und
Ärzten am Universitätsklinikum Mannheim.
Empfohlener Aufbaukurs
Statistik mit Excel® (S.104)
Termine
PA6021 07.12. – 08.12.2015 Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € / 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
104
Biomathematik und Statistik
9.4 Statistik mit Excel®
Inhalte und Lernziele
Theorie
In diesem Seminar wird der Umgang mit der Computersoftware Microsoft Excel® zur
statistischen Auswertung von Versuchsdaten geübt bzw. vertieft.
Dabei werden folgende Themen in praktischen Übungen aufgegriffen:
Dateneingabe in Microsoft Excel® (Rechteckstruktur, Zellen, Formate)
Funktionen in Microsoft Excel®
Methoden der deskriptiven Statistik, Korrelation und Regression
Funktionsassistent Statistik (Matrixfunktionen)
Berechnung wichtiger statistischer Größen (insb. deskriptive Statistik)
Grafische Darstellung von Daten und Ergebnissen (z.B. Scatter-Plot, Box-Plot)
Konstruktionsprinzip statistischer Signifikanztests (insb. t-Test und Chi2-Test)
p-Wert (Ableitung und Bewertung)
Durchführung statistischer Tests mit Microsoft Excel® (insbesondere t-Test, Chi2-Test)
Ausblick einfache Anova: Methodik und Implementierung in Microsoft Excel®
Limitationen statistischer Analysen unter Microsoft Excel®
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die sich mit der Auswertung,
Interpretation und Darstellung von Messergebnissen befassen. Grundkenntnisse in
Microsoft Excel® sind notwendig.
Dozent
Dr. Joachim Brade studierte Volkswirtschaftslehre mit Schwerpunkt Statistik an den
Universitäten Heidelberg und Mannheim. Seine Dissertation im Bereich Humanbiologie erfolgte an der Medizinischen Fakultät der Universität Ulm. Er arbeitete an verschiedenen Forschungsinstituten und in der pharmazeutischen Industrie. Zurzeit ist er
an der Medizinischen Fakultät Mannheim der Universität Heidelberg als Lehrbeauftragter für das Fach Biomathematik und Epidemiologie beschäftigt. Zu seinem Aufgabenbereich gehört auch die statistische Beratung von medizinischen Doktoranden und
Ärzten am Universitätsklinikum Mannheim.
Termine
PA6031 13.07. – 14.07.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 679,- € / 845,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Biomathematik und Statistik
9.5 Datenbankrecherche
Inhalte und Lernziele
105
Theorie
Der Schwerpunkt des Kurses liegt auf der Recherche mit den Datenbanken und tools,
die über die Webseiten des National Center for Biotechnology Information (NCBI) zur
Verfügung stehen. Sie erhalten einen Überblick über die Inhalte der NCBI-Datenbanken und lernen, wie Sie dort selbst Daten hinterlegen können. In den NCBI-Datenbanken finden Sie nicht nur Publikationen zu Themen der biomedizinischen Forschung,
sondern auch RNA-, DNA- und Aminosäure-Sequenzen sowie weitere nützliche tools
und Programme, die Ihnen die Arbeit mit Sequenzen erleichtern.
In diesem Kurs erlernen Sie anhand ausgewählter Beispiele, wie Sie an gewünschte
Informationen gelangen und diese verarbeiten können. Gleichzeitig bieten wir Ihnen
die Möglichkeit, offene Fragen aus dem eigenen Anwendungsbereich zu diskutieren
und Lösungswege zu entwickeln.
Themen des Kurses sind u.a.:
NCBI-Datenbanken - Inhalte und Recherchestrategien
Sequenzähnlichkeitssuche für DNA- und Proteinsequenzen (BLAST)
Sequenz-Formate und Sequenz-Analysetools
Suche in Patent-Datenbanken
Der Übungsteil umfasst Recherchen zu Beispielen aus der Gendiagnostik, zum Nachweis von gentechnisch veränderten Organismen (GVO) oder Pathogenen und zum
Thema Expressionsanalyse. Für den Übungsteil stehen Ihnen PCs mit Internet-Zugang
zur Verfügung.
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen die Hilfestellung bei der Recherche in Bioinformatikdatenbanken suchen. Die Kursteilnehmer sollten mit den
Grundlagen der Molekularbiologie und Genetik sowie mit dem Umgang mit WebBrowser vertraut sein.
Dozent
Dr. Johannes Becker-Follmann studierte Biologie und Philosophie in Saarbrücken
und Freiburg. Er promovierte am Institut für Humangenetik und Anthropologie in
Freiburg über “Vergleichende Genkartierungen bei Mensch und Maus“. Nach
Forschungsaufenthalten in Osaka/Japan, Freiburg und Berlin gründete er im Jahr
2000 das Institut für Polymorphismus und Mutationsanalytik in Saarbrücken, das sich
hauptsächlich mit der Analyse von DNA verschiedener Spezies beschäftigt. Seit 2002
führt er Schwerpunktseminare und Workshops zu PCR-Themen durch.
Termine
PA6041 02.06. – 03.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 15:30 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
106
Biomathematik und Statistik
9.6 Statistische Auswertung von Microarrays
Inhalte und Lernziele
Theorie
Die Microarraytechnologie ist ein in der biomedizinischen Forschung etabliertes
Hochdurchsatz-Verfahren, das erlaubt, die Expression mehrerer tausend Gene parallel zu messen. Für die Analyse der hierbei resultierenden hochdimensionalen Daten
werden entsprechend angepasste Designs und Auswertemethoden benötigt. In diesem Kurs werden klassische und neue statistische Verfahren zur Klassifikation von
Genen und zur Diagnose von Krankheiten anhand von Expressionsdaten vorgestellt.
Themenschwerpunkte sind:
Microarrays: Einführung & Grundlagen
Differenzielle Analyse: Basismethoden (deskriptive Statistiken, t-Test, multiples Testen)
Co-regulation: Basismethoden (Korrelation und Regression)
Unsupervidierte Verfahren (Algorithmen der Clusteranalyse)
Supervidierte Verfahren (Prediciton Analysis of Microarrays)
Analyse von Gengruppen
Spezifische Analyse am Beispiel von metabolischen Pfaden und Onkogenen
Zielgruppe
Technische und wissenschaftliche Mitarbeiter/-innen, die grundlegende Kenntnisse
in Statistik und in der Erhebung von Genexpressionsdaten mit Microarrays besitzen.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich direkt vor diesem Kurs:
Protein-Microarrays (S.86)
Termine
PA6051 17.06. – 18.06.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:30 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 729,- € / 905,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Foto: Andrew Cowin
Heiliggeistkirche
Die bekannteste Kirche Heidelbergs prägt das Bild des lebendigen Marktplatzes am
Ende der Fußgängerzone – mitten im alten Zentrum. Mit Blick auf ihre majestätische
Fassade können Sie hier in aller Ruhe einen Latte Macchiato genießen. Das gotische
Bauwerk war Aufbewahrungsort der berühmten Bibliotheca Palatina, doch während
des 30-jährigen Krieges wurde die Sammlung von mittelalterlichen Handschriften und
Drucken geraubt und dem Papst als Geschenk überreicht.
108
Management und Soft Skills
10
Management und Soft Skills
10.1 Zeitmanagement . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 109
10.2 Projektmanagement . . . . . . . . . . . . . . . . . 110
10.3 Datenpräsentation . . . . . . . . . . . . . . . . . . 111
10.4 Erfolgreich kommunizieren . . . . . . . . . . . . 112
10.5 Führungsqualifikation und
Mitarbeitermotivation . . . . . . . . . . . . . . . . 113
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung . . . . . 114
Management und Soft Skills
10.1 Zeitmanagement
Inhalte und Lernziele
109
Theorie
„Wie kann ich meinen Alltag effektiver gestalten? Und wie schaffe ich es, besser
mit Störungen umzugehen und die wichtigen Aufgaben termingerecht zu erledigen?
Wie bringe ich Privates und Berufliches besser unter einen Hut?“ Das sind wichtige
Fragen, die viele Menschen im Arbeitsalltag bewegen und auf die dieses Seminar
Antworten gibt. Sie lernen Ihre eigenen Stärken und Schwächen im Zeitmanagement
und Selbstmanagement kennen. Persönliche Zeitfresser und Störfaktoren im Alltag
werden identifiziert und der mögliche Umgang mit ihnen aufgezeigt. Sie lernen effektive Hilfsmittel für die Zeit- und Aufgabenplanung kennen und erarbeiten sich
persönliche Veränderungsziele. Persönliche Fragestellungen können eingebracht und
aktiv bearbeitet werden.
Im Seminar werden folgende Themenschwerpunkte bearbeitet:
Wichtige und scheinbar wichtige Dinge im Leben identifizieren
Eigene Ziele und Prioritäten im Umgang mit der Zeit festlegen
Zeitdiebe und Störfaktoren identifizieren und ausschalten
„Nein Sagen“ lernen
Effektive Tools/Hilfsmittel zur Zeitplanung nutzen
Fallbeispiele der Teilnehmer einbringen
Zielgruppe
Alle, die ihre Zeit besser und effektiver nutzen wollen und mehr Zufriedenheit im
Umgang mit ihrer Zeit erfahren möchten.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehrcoach.
Sie leitet ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist Geschäftsführerin der hucon
Akademie (human consulting). Außerdem ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung, Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich nach diesem Kurs:
Projektmanagement (S.110)
Termine
PA6511 07.07. – 08.07.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
110
Management und Soft Skills
10.2 Projektmanagement
Inhalte und Lernziele
Theorie
Die Budgets und Zeiträume zur Realisierung von Projekten werden immer geringer
bzw. kürzer. Umso wichtiger ist es, Projekte effektiv durchzuführen. Die rechtzeitige
Verfügbarkeit von Arbeitsergebnissen der Projektmitarbeiter ist dabei ein sehr
wichtiger Erfolgsfaktor. Darüber hinaus ist die frühzeitige Erkennung von Projekthindernissen wie Terminverschiebungen, personellen und finanziellen Engpässen oder
Produktionsrisiken sowie deren Beseitigung bei Forschungsprojekten von elementarer
Bedeutung, um ein Projekt zeit- und kostengerecht abschließen zu können.
Im Seminar lernen Sie Projekte zu strukturieren, zu organisieren und zu führen. Sie
lernen die Grundlagen des Projektcontrollings kennen und eine angemessene Kommunikation im Projekt als wesentlichen Erfolgsfaktor für gutes Projektmanagement
anzuwenden.
Sie können im Kurs eigene Beispiele, Fragen und Alltagssituationen einbringen.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Projekte strukturieren (Aufbau, Beteiligte, Gremien)
Projektziele definieren (Smarte Ziele, Delegation der Ziele)
Projektplanung und -controlling (Aktivitäten und Budgets)
Projektkommunikation (Meetings durchführen, zielführende Gespräche führen)
Projektmanagement-Tools (Checklisten, Analyse von EDV-Tools)
Zielgruppe
Projektleiter aus wissenschaftlichen und technischen Bereichen, Doktoranden und
Post-Docs, Führungskräfte und Nachwuchsführungskräfte mit Verantwortung für
Forschungs- und Entwicklungsprojekte
Produktentwicklungsprojekte
Innovationsprojekte
Qualitätsprojekte
IT-Projekte
Organisationsprojekte
Dozent
Benjamin Kratz ist Betriebsmanager (staatl. geprüft), Co-Active Coach und Dozent.
Seine Fachkompetenz erlangte er als Projektleiter, Fachabteilungsleiter und stellvertretender Geschäftsführer. Er ist Coach und freier Berater im Großraum Heidelberg
mit den Schwerpunkten Unternehmer- und Unternehmensberatung, New Market
Marketing, Projekt- und Innovationsmanagement, Kommunikations- und Motivationsentwicklung, Karrierecoaching sowie Selbstmanagement.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich vor diesem Kurs:
Zeitmanagement (S.109)
Termine
PA6521 09.07. – 10.07.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Management und Soft Skills
10.3 Datenpräsentation
Inhalte und Lernziele
111
Theorie
Langatmige „Folienschlachten“, ermüdende Sitzungen mit Präsentationen, von
denen nur die Hälfte bei den Zuhörern ankommt; Poster, die Daten ohne nachhaltige Aussagen transportieren: Wer kennt das nicht? In diesem Seminar lernen Sie, die
Inhalte gut „rüber zu bringen“, damit zu überzeugen und Ihre Ziele zu erreichen. Sie
werden mit wirksamen „Präsentationstricks“ vertraut gemacht. Sie können eigene
Beispiele, Fragen und Alltagssituationen, gerne auch bereits gehaltene oder vor Ihnen
liegende Präsentationen und Poster einbringen.
Im Seminar werden folgende Themenschwerpunkte bearbeitet:
Kernaussagen für das Zielpublikum formulieren
„Weniger ist mehr“ realisieren
Daten und Fakten zielgerichtet und wirksam aufbereiten
Wissenschaftliche Daten im Poster wirksam darstellen
Geeignete Präsentationsmedien auswählen
Dramaturgie der Präsentation verfeinern
Präsentationen „würzen“
Zielgruppe
Wissenschaftler, Doktoranden und Postdocs, technische Mitarbeiter und Führungskräfte, die ihre Präsentationen lebendiger und gleichzeitig wirksamer gestalten möchten, um ihre Zuhörer und Zuschauer zu begeistern.
Dozent
Benjamin Kratz ist Betriebsmanager (staatl. geprüft), Co-Active Coach und Dozent.
Seine Fachkompetenz erlangte er als Projektleiter, Fachabteilungsleiter und stellvertretender Geschäftsführer. Er ist Coach und freier Berater im Großraum Heidelberg
mit den Schwerpunkten Unternehmer- und Unternehmensberatung, New Market
Marketing, Projekt- und Innovationsmanagement, Kommunikations- und Motivationsentwicklung, Karrierecoaching sowie Selbstmanagement.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich nach diesem Kurs:
Erfolgreich kommunizieren (S.112)
Termine
PA6531 17.02. – 18.02.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
112
Management und Soft Skills
10.4 Erfolgreich kommunizieren
Inhalte und Lernziele
Theorie
Die Kommunikation spielt im beruflichen Umfeld eine zentrale Rolle. Aber was ist
das „Geheimnis“ überzeugender und gewinnender Kommunikation? Das Seminar
unterstützt Sie bei der Verbesserung Ihres eigenen Kommunikationsverhaltens mit
anderen Menschen. Ihre inneren Einstellungen und deren Beitrag zum Kommunikationsverhalten und dem Gesprächserfolg werden identifiziert. Sie erlernen überzeugende Kommunikation, die sich durch Fragen und Zuhören, Klarheit sowie positive
Einstellung zum Gesprächspartner auszeichnet und schaffen im Seminar die Basis für
eine Veränderung Ihres eigenen Kommunikationsverhaltens auch in schwierigen Konfliktsituationen.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Überzeugt sein und damit überzeugen
Zielführende Fragetechnik
Besseres Verstehen durch aktives Zuhören
„Zwischen den Zeilen lesen“
Umgang mit schwierigen Emotionen
Konflikte gewinnbringend nutzen
Tipps und Tricks der überzeugenden Kommunikation
Zielgruppe
Mitarbeiter und Führungskräfte aus allen wissenschaftlichen und technischen
Bereichen, Projektleiter und alle, die andere Menschen für die eigenen Ziele gewinnen
möchten.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung, Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich vor diesem Kurs:
Datenpräsentation (S.111)
Termine
PA6541 19.02. – 20.02.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Management und Soft Skills
10.5 Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation
Inhalte und Lernziele
113
Theorie
Der kompetente und gezielte Umgang mit einzelnen Mitarbeitern und Teams ist die
wichtigste Führungsaufgabe. Höhere Motivation der Teammitglieder, mehr Spaß an
der Arbeit und eine gute team performance sind der Lohn für gute Führung. In diesem Seminar lernen Sie Teamprozesse kennen, verstehen und damit umzugehen. Ihre
Wahrnehmungsfähigkeit in Bezug auf Mitarbeiter wird geschärft und verschiedene
Führungsmethoden und Gesprächstechniken werden vorgestellt und geübt. Somit
können Sie die täglichen Führungsaufgaben besser wahrnehmen und die Leistung
Ihres Teams besser fördern.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Wirksame Führungstools und -stile
Effektive Zielvereinbarungen
Coaching als Führungsmethode
Gewinnbringende Mitarbeitergespräche
Hilfreiche Konfliktlösungsmethoden
Zielgruppe
Fach- und Führungskräfte aus allen wissenschaftlichen und technischen Bereichen,
Teamleiter, Projektleiter, alle, die effektive Führungstools erlernen möchten, um ihre
Führungsrolle im Alltag besser ausführen zu können.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung, Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich nach diesem Kurs:
Teamaufbau und Teamentwicklung (S.114)
Termine
PA6551 14.12. – 15.12.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Interesse an einem Training in Ihren Räumen?
Sprechen Sie uns einfach darauf an.
114
Management und Soft Skills
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung
Inhalte und Lernziele
Theorie
Ein wichtiger Baustein für die Steigerung der Teamleistung ist das Verständnis für
die Prozesse und Entwicklungsstufen, die in einem Team ablaufen. Höhere Motivation der Teammitglieder, mehr Spaß an der Arbeit und eine gute Teamleistung sind
der Lohn für gutes Teammanagement. Im Seminar lernen Sie Teamprozesse kennen
und verstehen. Außerdem werden Ihnen Techniken vermittelt, wie Sie Teamprozessen
besser begegnen, sie aktiv beeinflussen und die Arbeitsfähigkeit Ihres Teams fördern
können. Sie können fallweise eigene Beispiele, Fragen und Problemstellungen aus
Ihrem Teamalltag einbringen.
Im Seminar werden folgende Themen behandelt:
Grundlagen der Teamarbeit
Vertrauensbildung im Team
Das eigene Verhalten im Team
Die Bedeutung des Einzelnen für das Team
Zielorientierte Kommunikation und Kooperation im Team
Interventionsmethoden in der Teamarbeit
Zielgruppe
Wissenschaftliche und technische Team- und Arbeitsgruppenleiter, Fach- und Führungskräfte aus allen wissenschaftlichen und technischen Bereichen, Projektleiter
und alle, die das Geheimnis kennen lernen wollen, wie man Top-Leistungen im Team
erzielt.
Dozent
Susanne Breuer ist Ergotherapeutin, Lehrtherapeutin, Lehrtrainerin und Lehr-Coach.
Sie leitet seit 18 Jahren ein Ausbildungsinstitut in Heidelberg und ist seit zehn Jahren
Geschäftsführerin der hucon Akademie (human consulting) in Heidelberg. Außerdem ist sie Dozentin an der Pädagogischen Hochschule Heidelberg und arbeitet seit
mehr als 7 Jahren mit der Unternehmensberatung “Wilhelm Consulting” ebenfalls in
Heidelberg zusammen. Ihre Themenschwerpunkte sind u.a. Führungskräfteentwicklung, Einzel-Coachings, Konfliktmanagement, Ausbildung von Coaches und Trainern,
Teamentwicklung sowie verschiedene spezifische Bereiche der Kommunikation.
Kurssysteme
Folgender Kurs liegt zeitlich vor diesem Kurs:
Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation (S.113)
Termine
PA6561 17.12. – 18.12.2015
Kursbeginn (am ersten Tag) 9:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) ca. 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf maximal
8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den zweitägigen Kurs 749,- € / 929,- CHF
(zzgl. MwSt.).
Aktuelle Zusatzkurse und freie Seminarplätze auf:
www.promocell-academy.com/news
Foto: Andrew Cowin
Hauptstraße
Shop until you drop und All you can eat – beides können Sie in der Heidelberger
Fußgängerzone mit ihren Seitengassen verwirklichen. Wie ein roter Faden verläuft
die quirlige Einkaufsstraße mit internationalem Publikum parallel zum Neckar. Nicht
nur Cafés, Restaurants, Kinos und Boutiquen machen einen Bummel lohnend: das
Kurpfalzmuseum mit seinen Kunstausstellungen sowie das originelle Deutsche Verpackungsmuseum sind ebenso einen Besuch wert – am besten, wenn ein Regenguss
die Straßencafés ungemütlich macht.
116
Courses in English
11
Courses in English
11.1 Cell Culture Basic Course . . . . . . . . . . . . . 117
11.2 Aseptic Technique . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 118
11.3 Cell Culture Lab Compact Course . . . . . . . 119
11.4 Cell Culture Trouble Shooting . . . . . . . . . . 120
11.5 Quality Management in Cell Culture Labs 121
11.6 Molecular Biology Basic Course . . . . . . . . 122
11.7 Cloning Strategies . . . . . . . . . . . . . . . . . . 123
11.8 PCR Basic Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 124
11.9 Epigenetics Lab Course . . . . . . . . . . . . . . . 125
11.10ELISA Basic Course . . . . . . . . . . . . . . . . . . 126
11.11ELISA Advanced Course . . . . . . . . . . . . . . 127
11.12Western Blot Lab Course . . . . . . . . . . . . . 128
Theory & Practical
Courses in English
11.1 Cell Culture Basic Course
Content and Learning Objective
117
Theory & Practical
This course will provide basic knowledge and build upon your existing expertise, so
that your daily cell culture work becomes safer and more efficient. Beginners to cell
culture often get by with only a basic and limited knowledge acquired from copying
a colleague. High standards required for reproducibility and accuracy are frequently
missing. During this course, you will have sufficient time to acquire practical experience and in addition, we will introduce you to practical standards, documentation and
cell banking.
The theoretical part includes:
Aseptic techniques and contaminations
Routine methods in cell culture
Ingredients of culture media
Cell lines and primary cells
Cell counting and viability testing
Cell banking
The practical part includes:
Sterile working techniques
Trypsinization, freezing, and thawing of cells
Medium exchange for adherent and suspension cells
Isolation of primary human endothelial cells
Target Group
Technical and scientific staff members with no previous cell culture experience or little
cell culture experience.
Teacher
Dr. Antje Fuhrmann obtained her primary degree in Biochemistry from the Ruhr-University in Bochum. Following her studies, she worked at the department of Neurology
at the University of California, San Francisco, where she performed Multiple Sclerosis
research. Up until 2011 she worked as Product Manager for Cell Culture Products at
Greiner Bio-One GmbH. During this time she also completed her PhD thesis at the
Fraunhofer Institute for Interfacial Engineering and Biotechnology in the Cell Systems
Department, where she focused her research on cartilage tissue engineering and bioreactor cultivation. Since 2011, Dr. Fuhrmann has been head of the PromoCell Academy
and trainer for cell culture courses.
Recommended continuative courses
Cell Culture Trouble Shooting (p.120), Quality Management in Cell Culture Labs (p.121)
Dates
PA1021 07.07. – 10.07.2015
Beginning of the course on the first day:
9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure the
best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 4 days training amounts to 1,179 € / 1,465 CHF (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.
118
Courses in English
11.2 Aseptic Technique
Content and Learning Objective
Theory & Practical
This course provides you with the theoretical and practical basics of aseptic technique
so that your daily work in cell culture becomes safer and more efficient. You will gain
crucial knowledge about the functional principles of your most important tool – the
laminar flow hood. These principles determine certain rules for working under the
laminar flow hood, which we will practice intensively in the course.
The theoretical part includes:
Aseptic working techniques
Functional principles of laminar flow hoods
Contaminations in cell cultures
The practical part includes:
Handling cells under the laminar flow hood
Thawing of cells
Subcultivation of cells
Target Group
Technical and scientific staff members with little or no cell culture experience.
Teacher
Dr. Antje Fuhrmann obtained her primary degree in Biochemistry from the Ruhr-University in Bochum. Following her studies, she worked at the department of Neurology
at the University of California, San Francisco, where she performed Multiple Sclerosis
research. Up until 2011 she worked as Product Manager for Cell Culture Products at
Greiner Bio-One GmbH. During this time she also completed her PhD thesis at the
Fraunhofer Institute for Interfacial Engineering and Biotechnology in the Cell Systems
Department, where she focused her research on cartilage tissue engineering and bioreactor cultivation. Since 2011, Dr. Fuhrmann has been head of the PromoCell Academy
and trainer for cell culture courses.
Recommended continuative courses
Cell Culture Trouble Shooting (p.120), Quality Management in Cell Culture Labs (p.121)
Dates
Please contact us for the actual course date.
Beginning of the course: 9:00 a.m.
End of the course: approx. 4:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 1 day training amounts to 389 € / 485 CHF (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news
Courses in English
11.3 Cell Culture Lab Compact Course
Content and Learning Objective
119
Theory & Practical
This course will provide insights into basic cell culture techniques.
The theoretical part includes:
Aseptic working techniques
Cell culture routine techniques
The practical part includes:
Thawing of cells
Subcultivation of cells
Freezing of cells
Target Group
Technical and scientific staff members with limited cell culture experience who would
like to intensify or refresh their knowledge.
Teacher
Dr. Antje Fuhrmann obtained her primary degree in Biochemistry from the Ruhr-University in Bochum. Following her studies, she worked at the department of Neurology
at the University of California, San Francisco, where she performed Multiple Sclerosis
research. Up until 2011 she worked as Product Manager for Cell Culture Products at
Greiner Bio-One GmbH. During this time she also completed her PhD thesis at the
Fraunhofer Institute for Interfacial Engineering and Biotechnology in the Cell Systems
Department, where she focused her research on cartilage tissue engineering and bioreactor cultivation. Since 2011, Dr. Fuhrmann has been head of the PromoCell Academy
and trainer for cell culture courses.
Recommended continuative courses
Aseptic Technique (p.118), Cell Culture Trouble Shooting (p.120), Quality Management in Cell Culture Labs (p.121)
Dates
PA1081 19.06.2015
Beginning of the course: 9:00 a.m.
End of the course: approx. 4:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 1 day training amounts to 419 € / 520 CHF (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.
120
Courses in English
11.4 Cell Culture Trouble Shooting
Content and Learning Objective
Theory & Practical
This course provides you with knowledge and techniques to identify and avoid cell
culture problems such as slow cell growth, reduced survival after thawing, and contaminations. You will be introduced to documentation and standardization methods as
tools to optimize cell culturing. During the practical section, we will analyze the effects
of the most common mistakes in routine cell culture, e.g., incorrect protocols and optimal freezing, thawing, and subcultivating cells, as well as mistakes resulting from the
mishandling of cell culture media. Furthermore, you will be trained to early recognize
contaminations and to avoid them by adopting certain standard procedures.
The theoretical part includes:
Basics of sterile working techniques
Routine methods in cell culture
Components of media and their use
Cell counting and viability testing
Contaminations in cell cultures
Development of a trouble shooting guide
Documentation
Cell banking
The practical part contains
Thawing of cells with and without errors
Subcultivation of cells with and without errors
Freezing of cells with and without errors
Target Group
Technical and scientific staff members with cell culture experience.
Teacher
Dr. Antje Fuhrmann obtained her primary degree in Biochemistry from the Ruhr-University in Bochum. Following her studies, she worked at the department of Neurology
at the University of California, San Francisco, where she performed Multiple Sclerosis
research. Up until 2011 she worked as Product Manager for Cell Culture Products at
Greiner Bio-One GmbH. During this time she also completed her PhD thesis at the
Fraunhofer Institute for Interfacial Engineering and Biotechnology in the Cell Systems
Department, where she focused her research on cartilage tissue engineering and bioreactor cultivation. Since 2011, Dr. Fuhrmann has been head of the PromoCell Academy
and trainer for cell culture courses.
Recommended continuative course
Quality Management in Cell Culture Labs (p.121)
Dates
PA1121 04.03. – 06.03.2015
Beginning of the course on the first day:
9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 3 days training amounts to 1,049 € / 1,229 CHF (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news
Courses in English
11.5 Quality Management in Cell Culture Labs
Content and Learning Objective
121
Theory
Defining standards in cell culture is usually perceived as being complicated and therefore, establishing guidelines is often postponed or omitted. However, standardization
is an indispensable prerequisite for gaining reliable, objective, and reproducible results
and consistently avoiding contamination. In this course, you will be instructed on how
to perform routine cell culture methods according to current quality guidelines. Even
though GMP and GLP are not a central topic in this course, standardization will be
presented e.g., by generating SOPs and by using recommendations in line with cGLP/
cGMP regulations.
Topics in this theory course are:
Standardization of cell culture routine methods such as passaging, thawing, and freezing of cells
Contamination control with a focus on mycoplasma
Quality of reagents in cell culture, e.g., FCS
Prevention of cross contaminations
Methods for characterizing cells
Assurance of lasting quality of cell lines
Cell banking
Target Group
Technical and scientific staff members with cell culture experience who want to improve the quality of their cell cultures and the reliability of their results, but do not work
under GMP or GLP.
Teacher
Dr. Nicole Kühl studied Biology at the Technical University of Karlsruhe and the University of Bremen. In 1999 she completed her PhD in cell and molecular biology studying the cell cycle and heat shock proteins. Dr. Kühl then began her post-doctorate
work at the Academic Hospital Groningen in the Netherlands, where she specialized
in research related to Multiple Sclerosis and worked with primary glial cells. In 2005,
she continued her work at the Jacobs University Bremen, where she led a research
group and lectured in biochemistry and cell biology. From 2008 to 2011, Dr. Kühl
was head of the PromoCell Academy and taught cell culture courses. Since 2012, she
is a freelance trainer and consultant in the area of cell culture quality control (www.
incelligence.de).
Dates
PA1151 11.03. – 13.03.2015
Beginning of the course on the first day:
9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:30 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 12 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 3 days training amounts to 1,049 € / 1,299 CHF (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.
122
Courses in English
11.6 Molecular Biology Basic Course
Content and Learning Objective
Theory & Practical
Molecular biology focuses on the structure, biosynthesis and function of DNA and
RNA at the molecular level and how these interact with each other and with proteins.
Molecular biology techniques including PCR, cloning, mutagenesis, and recombinant
expression, are essential for modern biological and medical research. This course will
give you an introduction to standard DNA and RNA techniques.
The theoretical part includes:
Basic knowledge of molecular biology
Structure and synthesis of macromolecules
Principles of cloning
Cloning vectors
Restriction enzymes
Polymerase Chain Reaction (PCR)
Gene regulation and gene expression
The practical part includes:
Plasmid preparation
Determination of nucleic acid concentrations
RNA isolation and reverse transcription
Polymerase Chain Reaction (PCR)
DNA gel electrophoresis, documentation, gel extraction
Restriction digest, vector dephosphorylation, ligation of DNA
Generation of competent cells and their transformation
Over-night cultures and selection on plates, blue white selection
Restriction analysis
Target Group
Technical and scientific staff members without any previous knowledge or those
possessing only a basic knowledge of molecular biology.
Teacher
Dr. Britt Lemke studied biology in Potsdam. In 2004, she received her PhD from
the Max-Delbrück-Center for Molecular Medicine in the area of hematopoietic
development. After this, she held a postdoc position at the Neurosurgical University
Clinic in Heidelberg focussing on proteomics, angiogenesis, tumor development, and
immunotherapy of brain tumors. In 2008, she joined the PromoCell Academy as lab
manager and lecturer.
Recommended continuative course
Cloning Strategies (p.123)
Dates
PA4521 21.07. – 24.07.2015
Beginning of the course on the first day:
9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 4:00 p.m
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 4 days training amounts to 1,179 € / 1,465 CHF (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.
Courses in English
11.7 Cloning Strategies
Content and Learning Objective
123
Theory
In this course, basic methods and strategies for the cloning of DNA fragments are
explained in detail.
Topics covered include:
Cloning strategies: successful and efficient cloning
Vectors: possibilities and choice (standard cloning vectors, eukaryotic expression vectors, inducible systems, etc.)
Enzymes: isochizomeres, compatible ends, suitable standard enzymes, fill-in and blunt end, dephosphorylation, etc.
Restriction digest, modification, and preparation
Ligation: stoichiometry and discussion of different methods
Transformation: competent bacteria, generation, and efficiency control
Selection: resistance to antibiotics, blue-white-selection using b-galactosidase genes, analysis and control of results
Clone analysis, mini and maxi preps
DNA quality and purity requirements: gel purification and isolation
Restriction mapping
Removal of stop codons
Tips and tricks for difficult cloning
Cloning example
Trouble shooting
Target Group
Technicians and researchers with previous knowledge of molecular biology who want
to get a comprehensive overview of cloning strategies and want to optimize their
cloning protocols.
Teacher
Dr. Bettina Füssel studied biology in Cologne and received her PhD in 1996 at the
Johann Wolfgang von Goethe University Frankfurt/Main in the field of brain research.
Since then, she has been working as a principal investigator at the German Center for
Cancer Research (DKFZ) in Heidelberg persuing different research projects. Alongside
the development of transgenic and knock-out mouse models for different types of
disease, her main focus is the intercellular communication between connective tissue
and keratinocytes during the development of skin and wound healing.
Dates
PA4591 13.07. – 14.07.2015
Beginning of the course on the first day:
9:00 a.m.
End of the course on the last day: approx. 1:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 1.5 days training amounts to 579 € / 719 CHF (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news
124
Courses in English
11.8 PCR Basic Course
Content and Learning Objective
Theory & Practical
The PCR Basic Course is intended for participants without any previous knowledge
in the field of PCR who plan to establish this technology in their labs. Therefore, in
addition to the theoretical principles of PCR, we will focus on the different reaction
components. Hands on experience will be provided in the set-up of several PCRs,
product detection and data analysis following gel electrophoresis. Optimization of
PCR conditions, primer design, and trouble shooting will also be a main part of the
course. At the end of the seminar, you will be capable of performing a PCR assay and
analyzing the data.
The theoretical part includes:
PCR basics
Optimization of PCR parameters
Basics of primer design
Overview of specific PCR applications, temperature gradient PCR,
Real Time PCR, reverse transcription PCR
Trouble shooting
The practical part includes:
Set up of various PCR reactions, e.g. temperature gradient PCR
Detection of PCR products by means of gel electrophoresis
Analysis of results
Target Group
Technical and scientific staff members without any previous knowledge of PCR, who
are interested in using PCR-techniques in the laboratory.
Teacher
Dr. Johannes Becker-Follmann studied Biology and Philosophy in Saarbrücken and
Freiburg. He received his PhD at the Institute for Human Genetics and Anthropology
in Freiburg for his work on „Similarities in the Genetic Mapping of Man and Mouse“.
Afterwards he continued his research in Osaka/Japan, Freiburg and Berlin and in 2000
he founded the Institute for Polymorphisms and Mutational Analysis (Saarbrücken),
which mainly focuses on the DNA analysis of different species. Since 2002 he has run
seminars and workshops based on PCR related topics.
Dates
PA4661 02.03. – 03.03.2015
Beginning of the course on the first day:
9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 4:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 2 days training amounts to 749 € / 929 CHF (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
Please just get in touch with us.
Courses in English
11.9 Epigenetics Lab Course
Content and Learning Objective
125
Theory & Practical
Epigenetics is defined as the study of inherited changes in gene expression through
cell division. The epigenetic code is hypothesized to be the combined effects of histone
modifications and DNA methylation on gene expression. While the genetic code is the
same in every cell, the epigenetic code is tissue- and cell-specific and may change over
time as a consequence of aging, disease or environmental stimuli.
The theoretical part includes:
Chromatin structure
Post-translational modifications of histones and chromatin associated proteins
Different methods for chromatin cross-linking
Analysis of co-immunoprecipitated chromatin (PCR, Southern, ChIP-on-Seq)
Possible use of ChIP & MeDIP
In the practical part, you will perform a chromatin and methylated DNA immunoprecipiation from A to Z, starting with cultured cells (immunoprecipitation, PCR, data
analysis).
Target Group
Technical and scientific staff members with basic knowledge and experience in molecular biology.
Teacher
Dr. Frédérique Peronnet completed a PhD in Developmental Genetics at Pierre et
Marie Curie University, Paris. She is research director at the CNRS Institute of Life
Sciences. She is in charge of the “Chromatin and Development team” in the Developmental Biology Laboratory (CNRS and UPMC). Her team is interested in transmission
of genome expression patterns through development of “Drosophila melanogaster”.
Dates
PA4721 30.06. – 03.07.2015
Beginning of the course on the first day:
9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 3:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 4 days training amounts to 1,579 € / 1,959 CHF (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news
126
Courses in English
11.10 ELISA Basic Course
Content and Learning Objective
Theory & Practical
In this course, you will learn the theory and practice of ELISA techniques, from sample
preparation and processing of multiwell plates to computerised evaluation and quality
control of the results.
The theoretical part covers:
ELISA basics
Sample material and sample preparation
ELISA components: choice of antibodies, plastic ware, coating, standards, etc.
Standards and controls
Quality parameters: detection limit, accuracy, reproducibility, linearity, recovery
Evaluation of data and quality control
Trouble shooting
The practical part covers:
Performance of a Sandwich-ELISA
Performance of a competitive ELISA
Target Group
Technical and scientific staff members, who are interested in establishing and using
the ELISA technique in the laboratory.
Teacher
Dr. Peter Schröder studied biology at the Heinrich-Heine-University, Düsseldorf and
received his doctorate at the Institute of Physiological Chemistry, on the „Impact of a
natural antioxidant against oxidative and nitrosative stress.“ After stays in Milwaukee
and Stockholm, he continued as a research associate at the Institute of Environmental
Medicine at the Heinrich-Heine-University, Düsseldorf. There he worked as part of a
research group focussing on the role of oxidative stress in signaling processes that lead
to premature aging, with particular attention to the effects of non-ionizing radiation
(UV, IR) and the development of novel prevention strategies. Since 2011, Dr. Schröder
has been working as a freelance lecturer, coach and consultant.
Recommended continuative course
The following course takes place directly after the ELISA Basic Course:
ELISA Advanced Course (p.127)
Dates
PA5121 09.02. – 10.02.2015
Beginning of the course on the first day:
9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 4:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 2 days training amounts to 749 € / 929 CHF (plus VAT).
Are you interested in an in-house training session?
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Courses in English
11.11 ELISA Advanced Course
Content and Learning Objective
127
Theory & Practical
In this ELISA course, you will be introduced to the possibilities of ELISA techniques in
theory and practice, and you will develop the competence needed to establish these techniques in your laboratory. The theoretical module covers the possibilities and
parameters of different methods while in the practical part, you will use this theory to
solve an analytical problem (determination of the degree of contamination in a product using a biochemical assay). In order to do so, you will independently establish an
ELISA system and optimize it with assistance. Thereafter, a systematical error analysis
is discussed and possible short-comings of the system will be identified and removed.
The course covers:
Short introduction to ELISA techniques and important vocabulary
Assay formats
Components of ELISA systems
Generation of antibody conjugates
Possibilities for optimization of components
Choice of optimal ELISA concepts
Optimization of robustness and stability of the test system
Development strategy – from assessment of demand to the final assay
Determination of capacity – verification and validation of an ELISA
Trouble shooting by systematic error analysis
Standardization
Target Group
Technical and scientific staff members, who want to establish or optimize new ELISA
techniques or who want to develop an ELISA.
Teacher
Dr. Matthias Herkert studied biology in Heidelberg and received his PhD for the biochemical characterization of metalloproteinases. Afterwards, he worked at the Center
of Molecular Biology Heidelberg (ZMBH) and later at the Emil-Fischer Center at the
University Erlangen-Nürnberg. In 2001, he joined mtm laboratories. There, he was
responsible for the development of diagnostic assays for the early detection of cervical
cancer. Since 2008, Dr. Herkert has been working for DRG Instruments in Marburg in
the field of ELISA development.
Dates
PA5141 04.03. – 06.03.2015
Beginning of the course on the first day:
9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 1:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 2.5 days training amounts to 879 € / 1.089,- CHF (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news
128
Courses in English
11.12 Western Blot Lab Course
Content and Learning Objective
new
Theory & Practical
Individual components of a complex protein mixture can be highly sensitive to and
be specifically detected by particular antibodies. After separation of the proteins by
polyacrylamide gel electrophoresis, however, accessing proteins within the gel matrix
using large antibody molecules is difficult. Therefore, proteins are transferred from
the gel to a thin membrane (Western blot). The result is an „imprint“ of the protein
pattern on the membrane, and the protein specific antibodies can bind the particular proteins presented on the membrane. The detection of the protein of interest is
carried out by a color reaction or chemiluminescence reaction. This course teaches
Western Blot technique, and the advantages and disadvantages of different types of
immunoblotting and detection methods.
The theoretical part includes:
Basic knowledge of protein structures, analytics and the blot technique
Protein extraction and quantification
Protein separation methods
Basic knowledge of antibodies
Various detection methods for the Western blot (ECL, AP, Phospho-Imager)
Trouble shooting
The practical part includes the full procedure of a Western Blot:
Sample preparation
SDS -polyacrylamide gel electrophoresis
Tank and semidry blotting
Antigen detection by antibodies and colorimetric color reaction
(alkaline phosphatase)
Target Group
Technical and scientific staff members without any previous knowledge or who
possess only a basic knowledge of molecular biology.
Teacher
Dr. Britt Lemke studied biology in Potsdam. In 2004, she received her PhD from the
Max-Delbrück-Center for Molecular Medicine in the area of hematopoietic development. After this, she held a postdoc position at the neurosurgical university clinic in
Heidelberg focusing on proteomics, angiogenesis, tumor development, and immuno
therapy of brain tumors. In 2008, she joined PromoCell Academy as lab manager and
lecturer.
Dates
PA5201 19.02. – 20.02.2015
Beginning of the course on the first day:
9:30 a.m.
End of the course on the last day: approx. 4:00 p.m.
Number of participants
The number of participants is limited to max. 8 attendees in order to ensure
the best possible learning environment.
Participation fee
The fee for 2 days training amounts to 729 € / 905 CHF (plus VAT).
Additional courses and courses with additional
spaces are listed at www.promocell-academy.com/news
Foto: Andrew Cowin
„Der Brückenaffe“
Der alte steinerne Affe sollte im 15. Jahrhundert Ankommende verspotten und Landstreicher fernhalten. Sein Nachfolger – die Bronzeplastik von Prof. Gernot Rumpf
(1979) – soll Fremde jedoch nicht abschrecken: sie können von unten den Kopf in die
Figur stecken und tragen dann die „Affenmaske“. Wer sich das traut, der wird wiederkommen. Da sind wir sicher.
130
Kurssysteme
Kurssysteme
Unsere Kurssysteme helfen Ihnen dabei Ihre Fortbildungen optimal zu planen.
Hier finden Sie eine Übersicht der Kurse, welche zeitlich direkt aufeinander folgen:
1.5 Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs
PA104116.03.2015
PA104230.11.2015
1.6
Zellkultur Labor-Kompaktkurs
PA1071 17.03.2015
PA1072 01.12.2015
2.1 Primärzellkultur Basiskurs
PA2012 20.10. - 21.10.2015
2.2
Primärkultur aus Tumorgewebe PA2111 22.10. - 23.10.2015
2.4 Adulte u. induzierte pluripotente Stammzellen
PA2162 22.09. - 23.09.2015
2.3
Murine embryonale Stammzellen
PA2171 24.09. - 25.09.2015
2.4 Adulte u. induzierte pluripotente Stammzellen
PA2161 24.03. - 25.03.2015
3.2
Colony Forming Unit (CFU) Assays
PA3161 26.03. - 27.03.2015
2.8Hautmodelle
PA1231 07.10. - 08.10.2015
5.6
OECD Guidelines und REACH Richtlinien
PA1241 09.10.2015
3.3
7.10 Immunhistochemie Färbemethoden
PA5092 09.11. - 10.11.2015
Immunzytochemische Färbemethoden PA3151 03.11. - 04.11.2015
3.4 Zellviabilitäts-, Proliferations- u. Toxizitätstests
PA3031 06.05. - 07.05.2015
PA3032 30.09. - 01.10.2015
3.5
Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs
PA3041 08.05.2015
PA3042 02.10.2015
3.7Durchflusszytometrie
PA3081 22.09. - 23.09.2015
3.8
Cell Sorting PA3141 24.09. - 25.09.2015
1.10 Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore PA1261 16.06. - 18.06.2015
5.4
Qualifizierung und Validierung von Dampf
sterilisationsprozessen im Labor
PA4071 19.06.2015
5.2 GMP Basiskurs PA4021 18.05. - 19.05.2015
5.1
GLP und QM Basiskurs PA4011 21.05. - 22.05.2015
6.9 Real Time PCR Labor-Kurs
PA4673 24.11. - 26.11.2015
6.13 PCR und Real Time PCR Trouble Shooting
PA4691 27.11.2015
Kurssysteme
131
6.14 DNA Sequenzierung Labor-Kurs
PA4641 23.06. - 24.06.2015
6.16STR-Analyse
PA4741 25.06. - 26.06.2015
7.2 SDS-PAGE Basiskurs
PA4731 26.05. - 27.05.2015
7.3
Western Blot Labor-Kompaktkurs
PA5011 28.05. - 29.05.2015
7.6Protein-Microarrays
PA5171 15.06. - 16.06.2015
9.6
Statistische Auswertung von Microarrays
PA6051 17.06. - 18.06.2015
7.7 Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-
TOF und ESI-Quadrupol MS
PA504113.04.2015
7.8 Quantitative Massenspektronomie in der Proteomanalytik
PA5161 14.04. - 15.04.2015
7.11 ELISA Basiskurs
PA5111 16.03. - 17.03.2015
PA5112 14.09. - 15.09.2015
PA5113 07.12. - 08.12.2015
7.12
ELISA Aufbaukurs
PA5131 18.03. - 20.03.2015
PA5133 16.09. - 18.09.2015
PA5134 09.12. - 11.12.2015
8.4 Industrielle Zellkulturtechnik
PA5541 10.11. - 11.11.2015
8.5
Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren
PA5551 12.11. - 13.11.2015
10.1 Zeitmanagement PA6511 07.07. - 08.07.2015
10.2 Projektmanagement PA6521 09.07. - 10.07.2015
10.3Datenpräsentation
PA6531 17.02. - 18.02.2015
10.4 Erfolgreich kommunizieren PA6541 19.02. - 20.02.2015
10.5 Führungsqualifikation, Mitarbeitermotivation
PA6551 14.12. - 15.12.2015
10.6 Teamaufbau und Teamentwicklung PA6561 17.12. - 18.12.2015
132
Jahresübersicht
Jahresübersicht
Kurstitel
PA-Nr.
Von
Bis
PA-Nr.
Von
Bis
Klonierungsstrategien
PA4581
04.05.2015
05.05.2015
Multiplex PCR Labor-Kurs
PA4681
04.05.2015
05.05.2015
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests
PA3031
06.05.2015
07.05.2015
Mai
Februar
ELISA Basic Course
Kurstitel
PA5121
09.02.2015
10.02.2015
Real Time PCR
Labor-Kurs
PA4671
11.02.2015
13.02.2015
Datenpräsentation
PA6531
17.02.2015
18.02.2015
Erfolgreich kommunizieren
PA6541
19.02.2015
20.02.2015
Qualitätsmanagement in
der Zellkultur
PA1141
06.05.2015
08.05.2015
Western Blot
Lab Course
PA5201
19.02.2015
20.02.2015
Apoptose-Assay LaborKompaktkurs
PA3041
08.05.2015
–
Einrichtung eines Zellkulturlabors
PA1031
23.02.2015
–
Sphäroidkultur
PA1201
12.05.2015
13.05.2015
Zellkultur Basiskurs
PA1011
24.02.2015
27.02.2015
Immunhistochemische
Färbemethoden
PA5091
12.05.2015
13.05.2015
Mikrobiologie Basiskurs
PA5511
25.02.2015
27.02.2015
GMP Basiskurs
PA4021
18.05.2015
19.05.2015
Zellkultur Basiskurs
PA1012
19.05.2015
22.05.2015
GLP und QM Basiskurs
PA4011
21.05.2015
22.05.2015
Zertifizierung nach DIN
EN ISO 9001
PA4032
21.05.2015
22.05.2015
SDS-PAGE Basiskurs
PA4731
26.05.2015
27.05.2015
Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse
PA3131
28.05.2015
29.05.2015
Western Blot
Labor-Kompaktkurs
PA5011
28.05.2015
29.05.2015
Transfektion und
Reportergenanalyse
PA3011
01.06.2015
03.06.2015
Datenbankrecherche
PA6041
02.06.2015
03.06.2015
Grundlagen der mikrobiellen Fermentation
PA5531
08.06.2015
09.06.2015
Angiogenese-Modelle
PA1211
10.06.2015
12.06.2015
Real Time PCR
Aufbaukurs
PA4771
10.06.2015
12.06.2015
Protein-Microarrays
PA5171
15.06.2015
16.06.2015
Hygiene-Kurs für GMP
Zellkultur-Labore
PA1261
16.06.2015
18.06.2015
Statistische Auswertung
von Microarrays
PA6051
17.06.2015
18.06.2015
Cell Culture Lab Compact
Course
PA1081
19.06.2015
–
Qualifizierung und
Validierung von Dampfsterilisationsprozessen
PA4071
19.06.2015
–
DNA Sequenzierung
Labor-Kurs
PA4641
23.06.2015
24.06.2015
Allgemeine Zellkultur
PA1271
23.06.2015
26.06.2015
STR-Analyse
PA4741
25.06.2015
26.06.2015
Excel-Basiskurs
PA6061
29.06.2015
30.06.2015
Epigenetics Lab
Course
PA4721
30.06.2015
03.07.2015
RNA Interferenz
PA4601
01.07.2015
03.07.2015
Zeitmanagement
PA6511
07.07.2015
08.07.2015
Cell Culture
Basic Course
PA1021
07.07.2015
10.07.2015
März
PCR Basic Course
PA4661
02.03.2015
03.03.2015
Cell Culture
Trouble Shooting
PA1121
04.03.2015
06.03.2015
ELISA Advanced
Course
PA5141
04.03.2015
06.03.2015
PCR Basiskurs
PA4651
10.03.2015
11.03.2015
Quality Management in
Cell Culture Labs
PA1151
11.03.2015
13.03.2015
PCR- und Pimer-Design
PA4751
12.03.2015
13.03.2015
ELISA Basiskurs
PA5111
16.03.2015
17.03.2015
Sterile Arbeitstechnik
Labor-Kompaktkurs
PA1041
16.03.2015
–
Zellkultur
Labor-Kompaktkurs
PA1071
17.03.2015
–
Zellkultur
Trouble Shooting
PA1111
18.03.2015
20.03.2015
ELISA Aufbaukurs
PA5131
18.03.2015
20.03.2015
Adulte u. induzierte pluripotente Stammzellen
PA2161
24.03.2015
25.03.2015
Molekularbiologie
Basiskurs
PA4511
24.03.2015
27.03.2015
Colony Forming Unit
(CFU) Assays
PA3161
26.03.2015
27.03.2015
April
Protein- u. Peptidanalytik
mit MALDI-TOF MS u.
ESI-Quadrupol MS
PA5041
Quantitative Massenspektrometrie in der
Proteomanalytik
PA5161
14.04.2015
15.04.2015
Molekularbiologie Trouble
Shooting
PA4531
16.04.2015
17.04.2015
Primärzellkultur Basiskurs
PA2011
21.04.2015
22.04.2015
Zellkultur unter GMP
PA1251
21.04.2015
24.04.2015
Reaktive Sauerstoffspezies
PA3111
23.04.2015
24.04.2015
Proteinreinigungs- und
Analysemethoden
PA5031
29.04.2015
30.04.2015
13.04.2015
–
Isoelektrische Fokussierung
PA5181
28.04.2015
–
2D-Gelelektrophorese
PA5191
29.04.2015
30.04.2015
Juni
Juli
Jahresübersicht
Kurstitel
PA-Nr.
Von
Bis
Kurstitel
PA-Nr.
Von
Bis
Projektmanagement
PA6521
09.07.2015
10.07.2015
Hypoxiemodelle in vitro
PA1181
29.10.2015
30.10.2015
Mikrobiologische Qualitätskontrolle
PA5521
29.10.2015
30.10.2015
Klonierungsstrategien
PA4582
02.11.2015
03.11.2015
PA1171
02.11.2015
–
Statistik mit Excel
PA6031
13.07.2015
14.07.2015
Cloning Strategies
PA4591
13.07.2015
14.07.2015
Molecular Biology Basic
Course
PA4521
21.07.2015
24.07.2015
September
November
Molekularbiologie
Basiskurs
PA4512
01.09.2015
04.09.2015
Zellbanken und
Kryokonservierung von
Zellkulturen
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie Basiskurs
PA3511
02.09.2015
03.09.2015
Immunzytochemische
Färbemethoden
PA3151
03.11.2015
04.11.2015
Validierung in der Molekular- und Zell-Biologie
Kompaktkurs
PA4041
04.11.2015
–
PA4711
08.09.2015
09.09.2015
Pipettiertechnik - Good
Pipetting Practice
PCR- und Pimer-Design
PA4752
05.11.2015
06.11.2015
Mikrobiologie Basiskurs
PA5512
09.09.2015
11.09.2015
PA5012
05.11.2015
06.11.2015
Fluoreszenzmikroskopie
lebender Zellen
Western Blot
Labor-Kompaktkurs
PA3521
10.09.2015
11.09.2015
09.11.2015
10.11.2015
PA5112
14.09.2015
15.09.2015
Immunhistochemische
Färbemethoden
PA5092
ELISA Basiskurs
Zellkultur Basiskurs
PA1013
15.09.2015
18.09.2015
Industrielle Zellkulturtechnik
PA5541
10.11.2015
11.11.2015
ELISA Aufbaukurs
PA5133
16.09.2015
18.09.2015
3D-Zellkultur Basiskurs
PA1191
11.11.2015
13.11.2015
Adulte u. induzierte pluripotente Stammzellen
PA2162
22.09.2015
23.09.2015
PA5551
12.11.2015
13.11.2015
Durchflusszytometrie
PA3081
22.09.2015
23.09.2015
Prozesstechnik für
Zellkultur-Bioreaktoren
Murine embryonale
Stammzellen
GMP Basis
PA4022
16.11.2015
17.11.2015
PA2171
24.09.2015
25.09.2015
PA6011
16.11.2015
–
Cell Sorting
PA3141
24.09.2015
25.09.2015
Labormathematik
Basiskurs
Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests
PA3032
30.09.2015
01.10.2015
Molekularbiologie
Basiskurs
PA4513
17.11.2015
20.11.2015
Real Time PCR Labor-Kurs
PA4672
30.09.2015
02.10.2015
Qualitätsmanagement in
der Zellkultur
PA1142
18.11.2015
20.11.2015
Real Time PCR Labor-Kurs
PA4673
24.11.2015
26.11.2015
Zellkultur Basiskurs
PA1014
24.11.2015
27.11.2015
PCR und Real Time PCR
Trouble Shooting
PA4691
27.11.2015
–
Sterile Arbeitstechnik
Labor-Kompaktkurs
PA1042
30.11.2015
–
PCR Basiskurs
PA4652
01.12.2015
02.12.2015
Zellkultur LaborKompaktkurs
PA1072
01.12.2015
–
Zellkultur Aufbaukurs
PA1281
02.12.2015
04.12.2015
In situ Hybridisierung
PA4611
03.12.2015
04.12.2015
ELISA Basiskurs
PA5133
07.12.2015
08.12.2015
Biostatistik Basiskurs
PA6021
07.12.2015
08.12.2015
PA3051
09.12.2015
11.12.2015
Oktober
Apoptose-Assay LaborKompaktkurs
PA3042
02.10.2015
–
Hautmodelle
PA1231
07.10.2015
08.10.2015
Enzymatische Analysen
und Enzymkinetik
PA5051
07.10.2015
09.10.2015
OECD Guidelines und
REACH-Richtlinien für
Hautmodelle
PA1241
09.10.2015
–
PCR in der medizinischen
Diagnostik und GenDiagnostik
PA4701
Dezember
12.10.2015
13.10.2015
Mykoplasmen-Nachweis,
Prävention und Eliminierung
PA1161
19.10.2015
–
Signaltransduktion
PA3091
19.10.2015
–
Primärzellkultur Basiskurs
PA2012
20.10.2015
21.10.2015
Zytotoxizitäts- und
Mutagenitäts-Tests
Zellkultur unter GMP
PA1252
20.10.2015
23.10.2015
ELISA Aufbaukurs
PA5134
09.12.2015
11.12.2015
PA6551
14.12.2015
15.12.2015
PA6561
17.12.2015
18.12.2015
Primärkultur aus
Tumorgewebe
PA2111
22.10.2015
23.10.2015
Führungsqualifikation und
Mitarbeiter-Motivation
Zellkultur Trouble
Shooting
PA1112
26.10.2015
28.10.2015
Teamaufbau und
Teamentwicklung
Next Generation
Sequencing & Library
Preparation
PA4761
27.10.2015
28.10.2015
133
134
Schlagwortregister
Schlagwortregister
Beschreibung
Seite
3D-Zellkultur
33 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Angiogenese-Modelle), 36 (Hautmodelle)
3D-Zellkultur Basiskurs
33 (3D-Zellkultur Basiskurs)
Angiogenese
33 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Angiogenese-Modelle)
Angiogenese-Modelle
35 (Angiogenese-Modelle)
Antikörper
41 (Immunzytochemische Färbemethoden), 83 (Western Blot Labor-Kompaktkurs), 81 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden),
90 (Immunhistochemie Färbemethoden), 91 (ELISA Basiskurs), 92 (ELISA Aufbaukurs)
Antigen
41 (Immunzytochemische Färbemethoden), 83 (Western Blot Labor-Kompaktkurs), 81 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden),
90 (Immunhistochemie Färbemethoden), 91 (ELISA Basiskurs), 92 (ELISA Aufbaukurs)
Apoptose
42 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 43 (Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs), 47 (Signaltransduktion)
Apoptose Labor-Kompaktkurs
43 (Apoptose Labor-Kompaktkurs)
Bioinformatik
105 (Datenbankrecherche), 106 (Statistische Auswertung von Microarrays)
Biomathematik
101 (Labormathematik Basiskurs), 103 (Biostatistik Basiskurs), 104 (Statistik mit Excel), 106 (Statistische Auswertung von Microarrays)
Bioreaktor
98 (Industrielle Zellkulturtechnik), 99 (Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren)
Biostatistik
103 (Biostatistik Basiskurs), 104 (Statistik mit Excel), 106 (Statistische Auswertung von Microarrays)
Biostatistik Basiskurs
103 (Biostatistik Basiskurs)
Blot
83 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
Blut-Hirn-Schranke
33 (3D-Zellkultur Basiskurs)
Cell Culture Basic Course
117 (Cell Culture Basic Course)
Cell Culture Lab Compact Course
119 (Cell Culture Lab Compact Course)
Cell Culture Trouble Shooting
120 (Cell Culture Trouble Shooting)
Cell Banking
15 (Zellkultur Basiskurs), 21 (Zellkultur Trouble Shooting), 22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
26 (Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen), 113 (Cell Culture Basic Course), 116 (Cell Culture Trouble Shooting)
Cell Normalization
118 (Cell Normalization Using Adhesive Micropatterns)
Cell Sorting
46 (Cell Sorting)
Cloning Strategies
123 (Cloning Strategies)
Co-Kultur
16 (Zellkultur Aufbaukurs), 33 (3D-Zellkultur Basiskurs)
Computersimulation Zellkultur
99 (Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren)
Contamination
117 (Cell Culture Basic Course), 118 (Aseptic Technique), 120 (Cell Culture Trouble Shooting)
Datenbankrecherche
69 (PCR- und Primer-Design), 78 (STR-Analyse), 105 (Datenbankrecherche)
Datenpräsentation
111 (Datenpräsentation )
DIN ISO 9001
57 (Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001)
DNA Acetylierung
125 (Epigenetics Lab Course)
DNA Bestimmung
63 (Molekularbiologie Basiskurs)
DNA Methylierung
125 (Epigenetics Lab Course)
DNA Sequenzierung
76 (DNA Sequenzierung Labor-Kurs), 77 (Next Generation Sequencing & Library Preparation)
Durchflusszytometrie
46 (Cell Sorting), 45 (Durchflusszytometrie)
Einfrieren
15 (Zellkultur Basiskurs), 21 (Zellkultur Trouble Shooting), 22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 23 (Zellkultur unter GMP), 26 (Zellbanken und
Kryokonservierung von Zellkulturen), 29 (Primärzellkultur Basiskurs)
Einrichtung eines Zellkulturlabors
18 (Einrichtung eines Zellkulturlabors)
ELISA Advanced Course
127 (ELISA Advanced Course)
ELISA Aufbaukurs
92 (ELISA Aufbaukurs)
ELISA Basic Course
126 (ELISA Basic Course)
ELISA Basiskurs
91 (ELISA Basiskurs)
ELISA Trouble Shooting
91 (ELISA Basiskurs), 92 (ELISA Aufbaukurs), 126 (ELISA Basic Course), 127 (ELISA Advanced Course)
Endothelzellen
29 (Primärzellkultur Basiskurs), 35 (Angiogenese-Modelle), 49 (Transfektion und Reportergenanalyse)
English Cell Culture Courses
117 (Cell Culture Basic Course), 118 (Aseptic Technique), 119 (Cell Culture Lab Compact Course), 120 (Cell Culture Trouble Shooting),
121 (Quality Management in Cell Culture Labs)
English Cloning Strategies
123 (Cloning Strategies)
English ELISA Courses
126 (ELISA Basic Course), 127 (ELISA Advanced Course)
1-9
A
B
C
D
E
Schlagwortregister
Beschreibung
Seite
English Molecular Biology Compact Course
122 (Molecular Biology Basic Course)
English PCR Basic Course
129 (PCR Basic Course)
Enzymatische Analysen und Enzymkinetik
89 (Enzymatische Analysen und Enzymkinetik)
Epigenetics
125 (Epigenetics Lab Course)
Erfolgreich kommunizieren
112 (Erfolgreich kommunizieren)
Excel
102 (Excel® Basiskurs) , 104 (Statistik mit Excel)
®
F
FACS
45 (Durchflusszytometrie), 46 (Cell Sorting)
Fermentation, Zellkultur
98 (Industrielle Zellkulturtechnik), 99 (Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren)
Fermentation (mikrobielle)
97 (Grundlagen der mikrobiellen Fermenation)
Fluoreszenzmikroskopie
51 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie), 52 (Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen)
Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation
113 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 114 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
Gelelektrophorese
63 (Molekularbiologie Basiskurs), 81 (SDS-PAGE Basiskurs), 83 (Western Blot Labor-Kompaktkurs), 122 (Molecular Biology Basic Course)
GLP
55 (GLP und QM Basiskurs)
GMP
23 (Zellkultur unter GMP), 24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore), 56 (GMP Basiskurs)
Hautmodell
37 (Hautmodelle), 60 (OECD Guidelines und REACH-Richtlinien)
Hybridisierung in situ
68 (In situ Hybridisierung)
Hypoxiemodelle in vitro
27 (Hypoxiemodelle in vitro)
G
H
I
Immunchemische Färbemethoden
90 (Immunhistochemie Färbemethoden)
Immunzytochemische Färbemethoden
41 (Immunzytochemische Färbemethoden)
Impendanz
39 (Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse)
In situ Hybridisierung
68 (In situ Hybridisierung)
In vitro Modelle
27 (Hypoxiemodelle in vitro), 33 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Angiogenese-Modelle), 36 (Hautmodelle)
ISO 9001
57 (Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001)
Keratinozyten
37 (Hautmodelle), 60 (OECD Guidelines und REACH-Richtlinien)
Klonierung Trouble Shooting
64 (Molekularbiologie Trouble Shooting), 66 (Klonierungsstrategien)
Klonierungsstrategien
66 (Klonierungsstrategien)
Kommunikation
112 (Erfolgreich kommunizieren), 113 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 114 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
Kontamination
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 19 (Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs), 21 (Zellkultur Trouble Shooting),
22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 25 (Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung), 29 (Primärzellkultur Basiskurs),
78 (STR-Analyse)
Kreuzkontamination, Zellkultur
78 (STR-Analyse)
Kryokonservierung
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 23 (Zellkultur Trouble Shooting), 22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
26 (Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen), 29 (Primärzellkultur Basiskurs)
Label-free Zellanalyse
39 (Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse)
Labormathematik Basiskurs
101 (Labormathematik Basiskurs)
Licht- und Fluoreszenzmikroskopie
51 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie)
Liquid Handling
59 (Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice)
MALDI-TOF
81 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden), 87 (Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS und ESI-Quadrupol MS)
Management
109 (Zeitmanagement), 110 (Projektmanagement), 113 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 114 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
Massenspektrometrie
81 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden), 87 (Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS und ESI-Quadrupol MS), 88 (Quantitative Massenspektrometrie in der Proteomanalytik)
Microarrays
86 (Protein-Microarrays) 106 (Statistische Auswertung von Microarrays)
Mikrobielle Fermentation
97 (Grundlagen der mikrobielle Fermenation)
Mikrobiologie
95 (Mikrobiologie Basiskurs), 96 (Mikrobiologische Qualitätskontrolle), 97 (Grundlagen der mikrobielle Fermenation)
Mikrobiologie Basiskurs
95 (Mikrobiologie Basiskurs)
Mikrobiologische Qualitätskontrolle
96 (Mikrobiologische Qualitätskontrolle)
K
L
M
135
136
Schlagwortregister
Schlagwortregister
Beschreibung
Seite
Mikroskopie (Fluoreszenz, Licht)
41 (Immunzytochemische Färbemethoden), 51 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie), 52 (Fluoreszenzmikroskopie lebender Zellen), 68 (In situ Hybridisierung), 90 (Immunhistochemie Färbemethoden)
Mikroskopie
51 (Licht- und Fluoreszenmikroskopie)
Mitarbeitermotivation
113 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 114 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
Molecular Biology Basic Course
122 (Molecular Biology Basic Course)
Molekularbiologie Basiskurs
63 (Molekularbiologie Basiskurs)
Molekularbiologie Trouble Shooting
64 (Molekularbiologie Trouble Shooting)
Molekularbiologie Validierung
65 (Validierung in der Molekular und Zell-Biologie)
Multiplex PCR
69 (PCR- und Primer-Design), 72 (Multiplex PCR Labor-Kurs)
Mutagenität
44 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
Mykoplasmen
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 21 (Zellkultur Trouble Shooting), 22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
25 (Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung)
Mykoplasmen Nachweis
21 (Zellkultur Trouble Shooting) 25 (Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung)
Oxidativer Stress
48 (Reaktive Sauerstoffspezie: Oxidativer Stress und wichtige Botenstoffe)
PAGE
81 (SDS-PAGE Basiskurs), 82 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
Passagieren
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 20 (Zellkultur Labor-Kompaktkurs), 21 (Zellkultur Trouble Shooting), 22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 29 (Primärzellkultur Basiskurs)
PCR Basic Course
124 (PCR Basic Course)
PCR Basiskurs
70 (PCR Basiskurs)
PCR Diagnostik
74 (PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik), 78 (STR-Analyse)
PCR Multiplex
69 (PCR- und Primer-Design), 73 (Multiplex PCR Labor-Kurs)
PCR Real Time
71 (Real Time PCR Labor-Kurs), 74 (PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik), 125 (Epigenetics Lab Course)
PCR Trouble Shooting
70 (PCR Basiskurs), 75 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting)
PCR Basiswissen
63 (Molekularbiologie Basiskurs), 70 (PCR Basiskurs)
PCR Probleme
75 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting)
Pipetten-Kalibrierung und Wartung
59 (Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice)
Polyacrylamidgele
81 (SDS-PAGE Basiskurs), 82 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
Präsentation Daten
111 (Datenpräsentation )
Prävention Mykoplasmen
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 21 (Zellkultur Trouble Shooting), 22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore), 25 (Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung), 29 (Primärzellkultur Basiskurs)
Primärkultur Tumorgewebe
30 (Primärkultur aus Tumorgewebe)
Primärzellkultur Basiskurs
29 (Primärzellkultur Basiskurs)
Primer-Design
63 (Molekularbiologie Basiskurs), 69 (PCR- und Primer-Design)
Projektmanagement
110 (Projektmanagement)
Proliferationassay
42 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 44 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
Proteinanalyse
81 (SDS-PAGE Basiskurs), 82 (Western Blot Labor-Kompaktkurs),
83 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden), 87 (Protein- und Peptidanalytik mit MALDI-TOF MS und ESI-Quadrupol MS)
Proteinreinigung
83 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden)
Qualitätskontrolle
25 (Mykoplasmen-Nachweis, Prävention und Eliminierung), 55 (GLP und QM Basiskurs), 56 (GMP Basiskurs), 57 (Zertifizierung nach DIN EN ISO
9001), 59 (Pipettiertechnik - Good Pipetting Practice), 65 (Validierung in der Molekular und Zell-Biologie), 96 (Mikrobiologische Qualitätskontrolle)
Qualitätsmanagement
22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 23 (Zellkultur unter GMP), 24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore), 55 (GLP und QM Basiskurs),
56 (GMP Basiskurs), 57 (Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001), 58 (Qualifizierung und Validierung von Dampfsterilisationspro-zessen im Labor),
Qualitätsmanagement in der Zellkultur
22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
REACH-Richtlinien)
Quality Management in Cell Culture Labs
121 (Quality Management in Cell Culture Labs)
Real Time PCR
69 (PCR- und Primer-Design), 71 (Real Time PCR Labor-Kurs), 75 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting), 125 (Epigenetics Lab Course)
Real Time PCR Trouble Shooting
75 (PCR und Real Time PCR Trouble Shooting)
Real Time Zellanalyse
39 (Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse)
Reportergenanalyse
49 (Transfektion und Reportergenanalyse)
Richtlinien
24 (Zellkultur unter GMP), 55 (GLP und QM Basiskurs), 56 (GMP Basiskurs), 57 (Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001)
RNA Analyse
63 (Molekularbiologie Basiskurs), 68 (In situ Hybridisierung)
RNA Interferenz
67 (RNA Interferenz)
O
P
Q
23 (Zellkultur unter GMP), 24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore), 60 (OECD Guidelines und
R
Schlagwortregister
Beschreibung
Seite
SDS-PAGE
82 (SDS-PAGE Basiskurs), 83 (Western Blot Labor-Kompaktkurs)
Sequenzierung DNA
76 (DNA Sequenzierung Labor-Kurs), 77 (Next Generation Sequencing & Library Preparation)
siRNA
67 (RNA Interferenz)
Signaltransduktion
47 (Signaltransduktion)
SOP
22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 23 (Zellkultur unter GMP), 24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore), 55 (GLP und QM Basiskurs),
56 (GMP Basiskurs)
Sphäroidkultur
33 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Angiogenese-Modelle)
Stammzellen
31 (Murine embryonale Stammzellen), 32 (Adulte und induzierte pluripotente Stammzellen)
Statistik
103 (Biostatistik Basiskurs), 104 (Statistik mit Excel), 106 (Statistische Auswertung von Microarrays)
Sterile Working
117 (Cell Culture Basic Course), 118 (Aseptic Technique)
Steriles Arbeiten
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 19 (Sterile Arbeitstechnik Labor-Kompaktkurs), 24 (Hygiene-Kurs für GMP ZellkulturLabore)
Stress (oxidativer)
48 (Reaktive Sauerstoffspezie: Oxidativer Stress und wichtige Botenstoffe)
Teamaufbau
113 (Führungsqualifikation und Mitarbeitermotivation), 114 (Teamaufbau und Teamentwicklung)
Toxikologie
42 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 44 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
Toxizitätstest
42 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 44 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
Transfektion
16 (Zellkultur Aufbaukurs), 49 (Transfektion und Reportergenanalyse)
Tumorzelle
30 (Primärkultur aus Tumorgewebe), 35 (Angiogenese-Modelle)
Validierung
24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore), 55 (GLP und QM Basiskurs), 58 (Qualifizierung und Validierung von Dampfsterilisationsprozessen im Labor), 56 (GMP Basiskurs), 57 (Zertifizierung nach DIN EN ISO 9001), 60 (OECD Guidelines und REACH-Richtlinien), 65 (Validierung in der Molekular
und Zell-Biologie), 74 (PCR in der medizinischen Diagnostik und Gen-Diagnostik), 92 (ELISA Aufbaukurs)
Viabilität
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 42 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 44 (Zytotoxizitäts- und
Mutagenitäts-Tests), 48 (Reaktive Sauerstoffspezie: Oxidativer Stress und wichtige Botenstoffe)
Industrielle Zellkulturtechnik
98 (Industrielle Zellkulturtechnik), 99 (Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren)
Western Blot
83 (Western Blot Labor-Kompaktkurs), 81 (Proteinreinigungs- und Analysemethoden)
Zeitmanagement
109 (Zeitmanagement)
Zellanalyse
39 (Kontinuierliche, markerfreie Zellanalyse)
Zellbank
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 21 (Zellkultur Trouble Shooting), 22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur),
26 (Zellbanken und Kryokonservierung von Zellkulturen)
Zellkultur 3D
16 (Zellkultur Aufbaukurs), 33 (3D-Zellkultur Basiskurs), 35 (Angiogenese-Modelle), 36 (Hautmodelle)
S
T
V
W
Z
Zellkultur Basiskurs
15 (Zellkultur Basiskurs), 29 (Primärzellkultur Basiskurs), 33 (3D-Zellkultur Basiskurs)
Zellkultur, Kreuzkontamination
78 (STR-Analyse)
Zellkultur Qualitätsmanagement
22 (Qualitätsmanagement in der Zellkultur), 23 (Zellkultur unter GMP), 24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore)
Zellkultur Trouble Shooting
21 (Zellkultur Trouble Shooting)
Zellkultur unter GMP
23 (Zellkultur unter GMP), 24 (Hygiene-Kurs für GMP Zellkultur-Labore)
Zellkultur-Bioreaktor
98 (Industrielle Zellkulturtechnik), 99 (Prozesstechnik für Zellkultur-Bioreaktoren)
Zellkulturlabor
18 (Einrichtung eines Zellkulturlabors)
Zelllinie
15 (Zellkultur Basiskurs), 17 (Allgemeine Zellkultur Labor-Kurs), 30 (Primärkultur aus Tumorgewebe)
Zelltod
43 (Apoptose-Assay Labor-Kompaktkurs)
Zellviabilitätstest
42 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 44 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
Zytotoxizität
42 (Zellviabilitäts-, Proliferations- und Toxizitätstests), 44 (Zytotoxizitäts- und Mutagenitäts-Tests)
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Distributoren und Bildnachweis
Distributoren
Österreich
Biomedica Medizinprodukte GmbH & Co KG
Divischgasse 4
1210 Wien
Österreich
Phone: Fax: Email: Internet: +43-1 29 10 70
+43-1 29 10 42 9
[email protected]
www.bmgrp.at
Schweiz
Vitaris AG
Blegistrasse 9
6340 Baar
Schweiz
Phone: Fax: Email: Internet: +41-41 769 00 00
+41-41 769 00 01
[email protected]
www.vitaris.com
Niederlande
Bio-Connect B.V.
Begonialaan 3a
6851 TE Huissen
Niederlande
Phone: Fax: Email: Internet: +31-26 326 4450
+31-26 326 4451
[email protected]
www.bio-connect.nl
Bildnachweis
Quelle
Seite
Carl Zeiss AG
51, 52, 86
Diagenode SA
122
Eppendorf AG
60
Institut für Pharmakologie und Toxikologie der
Bundeswehr
40
Institut für Polymorphismus- und
Mutationsanalytik
75, 77
Merck-Millipore
45
OLS OMNI Life Science GmbH & Co. KG
39
Pathologie Wuppertal
68
Sciomics
82
Serva Electrophoresis GmbH
84, 85
ZMBH, Zentraleinrichtung Massenspektrometrie
und Proteomics, Dr. Thomas Ruppert
84
Notizen
Für Ihre Notizen
Termine
PA-4002 20.03. – 23.03.2007
PA-4003 06.11. – 09.11.2007
Kursbeginn (am ersten Tag) 10:00 Uhr
Kursende (am letzten Tag) 16:00 Uhr
Teilnehmerzahl
Um ein optimales Lernklima zu gewährleisten, ist die Teilnehmerzahl auf
maximal 8 Personen begrenzt.
Teilnahmegebühr
Die Teilnahmegebühr beträgt für den viertägigen Kurs 1.095,- €
(zzgl. MwSt.)
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Informationen zur Anmeldung
Informationen zur Anmeldung
Anmeldung
Sie können sich auf unserer Homepage unter www.promocell-academy.com/anmeldung online anmelden.
Wenn Sie Fragen haben, können Sie uns telefonisch unter 06221 - 649 34 46 erreichen.
Fahrdienst
Unser Fahrdienst wird Sie an den Kurstagen gerne vom Bahnhof oder Hotel abholen, auch wenn Sie Ihr Hotel selbst gebucht
haben. Bei selbstgebuchten Hotels, die sich etwas abseits der üblichen Fahrtroute befinden, kann es allerdings zu Verzögerung
bei der Abholung kommen. Sollten Sie ein Hotel buchen, das mit dem Fahrdienst nicht anfahrbar ist, können wir den Transfer zur
Academy nicht für Sie übernehmen. Bitte geben Sie frühzeitig Ihre Anreisedaten an, damit wir Ihre Abholung organisieren können
(mind. 2 Arbeitstage vor Kursbeginn).
Hotels
Wir übernehmen gerne die Hotelbuchung für Sie - natürlich kostenfrei.
Die folgenden Hotels, die wir für Sie ausgewählt haben, liegen günstig und zentral in der Heidelberger Altstadt.
Einen Lageplan aller Hotels finden Sie auf www.promocell-academy.com/hotels.
Unsere Vertragshotels:
Hotel Bayrischer Hof
Komplett renoviertes historisches Hotel in zentraler Lage
mit geräumigen Zimmern
75 €
Hotel Holländer Hof
Traditionell eingerichtetes Hotel mit modernem Komfort,
direkt an der Alten Brücke
92,50 - 99,50 €
Sollten die oben genannten Hotel ausgebucht sein, buchen wir alternativ folgende Hotels:
Hotel Anlage
Familiär geführtes Hotel im Herzen Heidelbergs
69 - 84 €
Art Hotel
Puristisch und atmosphärisch designtes Hotel hinter denkmalgeschützter
Fassade
95 - 175 €
Hotel Backmulde
Renovierte Zimmer in einem historischen Gebäude in ruhiger Altstadtlage
82 - 89 €
Hotel Best Western Leonardo
Komfortables Hotel im Stadtzentrum, 15 Gehminuten zur Altstadt
Hip-Hotel
Individuell gestaltete Zimmer direkt im Fußgängerbereich der Altstadt
110 - 125 €
85 - 180 €
Hotel zum Pfalzgrafen
Zentral im historischen Kern gelegenes, familiengeführtes Stadthotel
77 - 85 €
Haben Sie noch Fragen oder Wünsche? Dann rufen Sie uns einfach an.
Sie erreichen uns unter der Telefonnummer 06221 - 649 34 46
Allgemeine Geschäftsbedingungen
Gestaltungsbereich
Diese allgemeinen Geschäftsbedingungen gelten für
die Durchführung von offenen Seminaren, Vor-OrtSeminaren und Beratungen in den Räumen der PromoCell
GmbH oder externen Veranstaltungsräumen.
Anmeldung
Bitte melden sich online an unter
[email protected].
Sie erhalten von uns eine schriftliche Bestätigung der
Anmeldung; mit dieser Bestätigung wird die Teilnahme
verbindlich.
Stornierungen
Stornierungen müssen schriftlich erfolgen. Bei Stornierungen, die bis 14 Tage vor Kursbeginn eingehen, stellen
wir 50% der Teilnahmegebühr in Rechnung. Bei Stornierungen, die später als 14 Tage vor Kursbeginn eingehen,
ist eine Erstattung der Teilnahmegebühr nicht möglich.
Bei Fernbleiben der Veranstaltung oder bei Abbruch ist
die Teilnahmegebühr ebenfalls zu entrichten, die Ernennung eines Ersatzteilnehmers ist möglich. Muss seitens
der PromoCell GmbH ein Seminar abgesagt werden, so
erstatten wir die Teilnahmegebühren zurück. Weitere Ansprüche sind ausgeschlossen.
Leistungen
In der Teilnahmegebühr inbegriffen ist die Verpflegung/
Getränke während des Kurses. Jeder Kursteilnehmer erhält ein Skript als Arbeitsunterlage und am Kursende ein
Zertifikat. Die Unterbringung ist nicht im Preis enthalten.
PromoCell bietet die Möglichkeit einer separaten Hotelbuchung an. Der Transfer während der Kurse zum empfohlenen Hotel erfolgt kostenlos. An- und Abreise sind nicht
im Preis enthalten. Jeder Teilnehmer muss zu den Kursen
einen Laborkittel mitbringen, sonstige Schutzausrüstung
wird von Seiten der PromoCell GmbH gestellt.
insoweit, als ihr Vorsatz und/oder grobe Fahrlässigkeit
zur Last fällt. Die PromoCell GmbH haftet nicht für den
Verlust oder den Diebstahl mitgebrachter Gegenstände,
insbesondere Garderobe mit darin befindlichen Wertsachen.
Barrierefreie PromoCell Academy
Die PromoCell Academy ist barrierefrei konzipiert. Teilnehmer mit eingeschränkter Bewegungsfähigkeit können
so an unseren Kursen teilnehmen. Bitte sprechen Sie im
Vorfeld individuelle Anforderungen mit uns ab.
Inhalt und Dozenten
Inhalt, Ablauf, Termin und Ort des Seminars sowie der
Einsatz der Dozenten können unter Wahrung des Gesamtcharakters der Veranstaltung geändert werden.
Kann ein Teilnehmer infolge einer Terminverschiebung
die Veranstaltung nicht wahrnehmen, ist es möglich, die
Teilnahme auf einen neuen Termin desselben Kurses umzubuchen.
Haftung
Muss eine Veranstaltung ausfallen, auch wenn die
PromoCell GmbH diesen Umstand zu vertreten hat,
werden lediglich bezahlte Teilnahmegebühren erstattet. Weitergehende Ansprüche sind ausgeschlossen.
Für Schäden, welche die PromoCell GmbH zu vertreten
hat, haftet sie - gleich aus welchem Rechtsgrund - nur
Zahlungsmodalitäten
Die Teilnahmegebühr versteht sich zuzüglich Mehrwertsteuer. Muss seitens der PromoCell GmbH ein Seminar
abgesagt werden, so erstatten wir die Teilnahmegebühren
zurück. Weitere Ansprüche sind ausgeschlossen.
Änderungen und/oder Ergänzungen der vorstehenden
AGB bedürfen der Schriftform und sind nur nach Bestätigung durch die PromoCell GmbH wirksam.
Erfüllungsort/Gerichtsstand
Gerichtsstand für alle Streitigkeiten ist Heidelberg.
Ihr Weg zu uns
Ankunft mit der Bahn
Anreise mit dem Flugzeug
Heidelberg verfügt über eine sehr gute
Bahnanbindung mit ICE, IC und S-Bahn.
Vom Hauptbahnhof erreichen Sie uns
und Ihr Hotel bequem per Taxi, Bus oder
Straßenbahn.
Vom Flughafen Frankfurt/Main verkehrt stündlich der “Lufthansa Airport Shuttle” nach Heidelberg. Die Haltestelle befindet sich in Terminal 1, Ankunftsebene,
Ausgang B4. Die Fahrt dauert ca. 75 Min. Eine Reservierung ist erforderlich: Tel.:
+49 (0) 6152-976 90 99. Weitere Informationen unter: www.promocell-academy.
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schicken Sie uns eine eMail.
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Gerne beantworten wir Ihre Fragen und freuen uns darauf, Sie
bei uns in Heidelberg begrüßen zu dürfen.
2015
Seminarprogramm
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Anmeldung zur Tagung „Neue Personenkreise … - ifbfb.de

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