KURSPROGRAMM (LAG)

BOTANISCHER GRUNDKURS TEIL I ANATOMIE U. MORPHOLOGIE
Mikroskopisch-Botanisches Praktikum
I.
RICHTLINIEN FÜR DAS ZEICHNEN UND BESCHRIFTEN
1. Allgemeine Angaben
a) Auf jedem Blatt: Name des Eigentümers, Kursnummer
b) Bei jeder Zeichnung: Art-, Gattungs- und Familienname der Pflanze (werden jeweils
angegeben), Bezeichnung der Präparates (Organ, Gewebe), Orientierungsangabe zur
Schnittführung, Detailangaben zum Objekt, besondere Behandlungsmethoden (Fixierung,
Färbung).
2. Zeichnungen:
Es wird grundsätzlich mit Bleistift gezeichnet. Zunächst legt man mit dünnen Strichen eine
Vorzeichnung an, wobei man sich über die Proportionen der Details zueinander Klarheit
verschafft. Das Sehfeld sollte wenigstens in Handtellergröße der Zeichnung zugrunde gelegt
werden.
a) Schematische Zeichnung:
Diese dient lediglich der Orientierung über die Lage und Anordnung von Zellen und
Geweben. Durch Schraffuren oder Schattierungen kann die Lage der einzelnen Elemente
zueinander verdeutlicht werden. Die Schemazeichnung enthält keine Einzelzellen. Auf
ausreichende Beschriftung ist zu achten!
b) Zelluläre Zeichnung:
Sie gibt Aufschluß über die exakte Lage der einzelnen Zellen zueinander sowie über Details
des Zellbaus (z.B. Zellwandstärke). Die Detailzeichnung wird 3-konturig angelegt. Begonnen
wird stets mit der Mittellamelle! Nicht schraffieren, schattieren oder stricheln, denn jeder
Punkt bedeutet eine Information. Auf vollständige Beschriftung achten!
II.
HANDWERKSZEUG (wird schon im 1. Kurs benötigt!!)
Unbedingt erforderlich sind:
Deckgläser und Objektträger
neue (!) Rasierklingen
Spitze Pinzette oder Präpariernadel
saugfähiges Papier oder Tuch
Bleistift (nicht zu weich) und Radiergummi
Zeichenpapier (unliniert, möglichst fest und mit glatter Oberfläche).
KURSPROGRAMM (Bio)
Kurs 1: Mikroskop, Zelle
1. Allgemeine Erläuterungen zum Praktikum, Aufbau und Funktion des Mikroskops.
Hinweise zur Arbeitstechnik
2. Anordnung der Zellen im Gewebe
3. Nachweis der Mittellamelle
Kurs 2: Zelle, Reservestoffe
1. Plasmaströmung, Chloroplasten
2. Chromoplasten
3. Stärkekörner und Leukoplasten
4. Plasmolyse
Kurs 3: Moose
1. Marchantia
2. Shagnum
3. Polytrichum
Kurs 4: Grund- und Festigungsgewebe
1. Parenchym, Aerenchym
2. Kollenchym
3. Sklerenchym
Kurs 5: Leitgewebe
1. Sproßquerschnitt
2. Geschlossen kollaterales Leitbündel
3. Offen kollaterales Leitbündel
4. Bikollaterales Leitbündel
Kurs 6: Gymnospermenholz
1. Holzanatomie (Quer-, Radial- und Tagentialschnitte)
Kurs 7: Angiospermenholz und –bast
1. Holz (Querschnitt)
2. Bast und Periderm
Kurs 8: Blatt I
1. Das bifaziale Laubblatt
2. Spaltöffnung – Helleborustyp
3. Äquifaziales Nadelblatt
Kurs 9: Blatt II
1. Xeromorphe Blattmerkmale
2. Spaltöffnung – Grammineentyp
3. Blattquerschnitt Grasblatt
4. C4 / CAM Fotosynthese
5. Kranzanatomie
Kurs 10: Anatomie der Wurzel
1. Primäre Gewebe der Wurzel, Seitenwurzelbildung
2. Velamen radicum
3. Leitbündel der Wurzel
4. Hypocotyl
Kurs 11: Fortpflanzung der Pflanze
1. Mitose
2. Fruchtknoten und Antheren
3. Früchte
Kurs 12. Algen
1. Blaualgen
2. Grünalgen
BOTANISCH-MIKROSKOPISCHES PRAKTIKUM
Kurzgebrauchsanweisung für das Kursmikroskop
(Bitte in jeden Kurs mitbringen!)
Das Mikroskop ist ein mechanisches und optisches Präzisionsinstrument und deshalb sind
mechanische Gewalt sowie Einwirkung von Chemikalien zu vermeiden!!!
Objektträger bewegen
Objekt scharf stellen
1. Das Mikroskop wird grundsätzlich nur am Stativ angefasst und senkrecht getragen (sonst fallen die
Okulare heraus!)
2. Das Kabel sollte nicht vom Tisch herabhängen.
3. Licht anknipsen und binokularen Einblick auf Augenabstand einstellen (bei unendlich akkomodiertem
Auge darf nur ein Lichtfeld zu sehen sein). Brillenträger klappen die Gummimanschetten zurück. (Immer
mit 2 Augen mikroskopieren!)
4. Tubuslänge auf Sehschärfe korrigieren.
5. Objekt auf dem Objektträgertisch, bzw. Kreuztisches legen (Schnitt immer in Wasser! Flüssigkeit nur
zwischen Objektträger und Deckglas).
NIE OHNE DECKGLAS MIKROSKOPIEREN!
6. Bei kleinster Vergrößerung scharfstellen dabei Objektträgertisch immer von oben nach unten bewegen
(Kondensorfrontlinse aus Strahlengang!).
7. Die nächsthöheren Vergrößerungen nur schrittweise einstellen.
8. Bei mittlerer und hoher Vergrößerung die Kondensorfrontlinse in den Strahlengang bringen.
9. Kondensorblende etwa zu 2/3 öffnen.
10. Kondensor ganz an den oberen Anschlag drehen. Er kann dann maximal 1/3 herabgefahren werden.
11. Helligkeit des Bildes mit dem Regler für Beleuchtung (nicht mit der Kondensorblende) regeln.
12. Vor dem Verlassen des Kurses das Objekt vom Kreuztisch nehmen, die kleinste Vergrößerung in den
Strahlengang bringen, Objektführung auf eine mittlere Stellung bringen und Verunreinigungen entfernen
(mit sauberem, weichem Tuch, evtl. feucht); dabei auf Objektive, Frontlinsen und Okulare achten.
FÜR SCHÄDEN INFOLGE UNSACHGEMÄSSER BEHANDLUNG HAFTET
DER STUDENT

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