risultata essere una fonte ricca e promettente di cellule

Relazione sulle caratteristiche trofiche della componente solubile del tessuto adiposo.
Claudia Cicione, Wanda Lattanzi
Istituto di Anatomia Umana e Biologia Cellulare, Università Cattolica del Sacro Cuore, Roma
La “Frazione Vascolare Stromale” (stromal vascular fraction, SVF) del tessuto adiposo è
risultata essere una fonte ricca e promettente di cellule staminali somatiche (cellule
mesenchimali stromali, MSC) [1] e di fattori angiogenici [2,3]. Le MSC sono cellule
staminali adulte multipotenti che possono essere isolate da diversi diversi tessuti umani
adulti. Le MSC maggiormente studiate sono quelle isolate da midollo osseo (BM-MSC)
e da tessuto adiposo (ASC), le quali mostrano proprietà e caratteristiche simili [4-6].
L’elevata plasticità di tali cellule le rende particolarmente adatte per la rigenerazione tissutale in
varie sedi anatomiche [7,8] e, in particolare, per accelerare la rigenerazione e neostintesi di
tessuto osseo [9].
Le comuni procedure di isolamento delle ASC si basano su separazione della SVF, digestione
con collagenasi e filtrazione della quota cellulare per ottenere una sospensione cellulare da
piastrare e coltivare estensivamente. I tempi di incubazione e lavaggio necessari per il
completamento della procedura non sono tuttavia compatibili con le tempistiche operatorie,
laddove si vogliano utilizzare le ASC come cellule autologhe sottoposte a manipolazione
minima per le applicazioni di medicina rigenerativa.
Recentemente, l’utilizzo della SVF tal quale, senza procedure colturali o manipolazioni cellulari
ex-vivo, è stato proposto con risultati significativi in uno studio clinico per il trattamento di
lesioni cutanee da irradiazione [10]. Inoltre un protocollo rapido ed alternativo è stato proposto
per l’isolamento delle MSC dalla SVF senza utilizzo di collagenasi [11].
Il Kit MyStem è uno strumento che permette la frammentazione di tessuto adiposo ottenuto
tramite lipoaspirazione. Il protocollo MyStem consiste nella separazione rapida e non
enzimatica (mediante membrane filtranti), all’interno di un sistema chiuso e sterile, della
componente solubile del tessuto adiposo, costituita da fattori trofici, adipochine e proteine
derivate dalle frazioni cellulari del tessuto stesso. L’intero processo richiede circa 5-10 minuti e
può essere eseguito facilmente in sala operatoria durante l’intervento chirurgico.
Risultati preliminari sull’utilizzo del MyStem confermano che questo strumento consente di
ottenere: un lipoaspirato costituito da tessuto adiposo micro-frammentato in buone condizioni
ed una sospensione di ASC in un milieu costituito dalle componenti solubili del lipoaspirato.
La struttura del tessuto adiposo aspirato con la cannula del MyStem kit è integra e presenta
adipociti sani e tondeggianti. Questo risultato suggerisce la possibilità di un utilizzo di tale
lipoaspirato per tecniche di lipofilling.
Il fluido isolato con il Kit MyStem, arricchito in componenti solubili derivate dalla SVF e dalle
diverse componenti cellulari del tessuto, corrisponde alla definizione di “tessuto autologo
sottoposto a manipolazione minima” e potrebbe essere utilizzata come prodotto di medicina
rigenerativa, in particolare per favorire la rigenerazione ossea.
Negli ultimi anni il tessuto adiposo ha suscitato notevole interesse nella comunità scientifica ed
è passato dall’essere considerato una semplice riserva di grassi a costituire il più grande organo
endocrino dell’organismo umano. Il tessuto adiposo è coinvolto dinamicamente nella
regolazione delle funzioni cellulari di diversi organi attraverso una complessa rete di segnali
endocrini, paracrini ed autocrini [12]. Tale attività endocrina è sostenuta da tutti i componenti
cellulari di questo tessuto ed in particolare da adipociti ed SVF [13]. I fattori endocrini, ormoni,
secreti dal tessuto adiposo (adipochine) sono caratterizzati da un’ampia varietà funzionale. Le
adipochine sono infatti proteine attive in una serie di processi quali: il controllo dell’omeostasi
glicemica (adiponectina, resistina, visfatina e leptina), il controllo della sensibilità all’insulina e
della mediazione del processo infiammatorio (TNFα, IL6, adiponectina, resistina, visfatina), il
controllo della crescita e del differenziamento (TGFβ), l’omeostasi della coagulazione del
sangue (adipsina), l’attivazione dell’angiogenesi (VEGF) [14].
L’analisi dei fattori secreti nell’SVF [15,16] e lo studio del secretoma delle ASC [17,18]
evidenzia il ruolo attivo di queste componenti biologiche nella produzione di adipochine.
L’azione trofica di queste citochine su diversi organi e tessuti umani rende l’SVF uno strumento
interessante nello sviluppo di terapie per la medicina rigenerativa.
Ai fini dell’utilizzo dell’SVF come prodotto di medicina rigenerativa per favorire la
rigenerazione ossea proponiamo la omofunzionalità dell’SVF, in virtù dell’attivo cross-talk tra il
tessuto osseo ed il tessuto adiposo mediato da adipochine presenti nell’SVF e da molecole
secrete dagli osteoblasti (osteochine) [19-21]. Nella tabella 1 sono riportate le adipochine con
attività sul rimodellamento osseo.
Adipochina
Leptina
Adiponectina
Resistina
Visfatina
IL6
TNFα
Effetto osseo
Aumenta la proliferazione ed il differenziamento degli osteoblasti e
promuove la mineralizzazione dei noduli mineralizzati
Aumenta il differenziamento degli osteoblasti ed attiva gli osteoclasti
Stimola l’osteoclastogenesi ed attiva la proliferazione degli osteoblasti
Stimola la proliferazione degli osteoblasti e la sintesi di collagene di tipo I
Fattore di riassorbimento osseo
Effetto diretto sull’osteoclastogenesi
Tab 1 Principali adipochine con azione sull’omeostasi ossea
Inoltre, considerando l’importanza dell’angiogenesi durante l’osteogenesi, il modellamento ed il
rimodellamento osseo [22], va’ sottolineata l’elevata capacità angiogenica dell’SVF. In
particolare, il fattore di crescita vascolare endoteliale (VEGF) è presente sia nell’SVF in toto
che nel secretoma delle ASC, ed assume un ruolo di primaria importanza nella riparazione di
fratture o difetti ossei, grazie alla sua capacità di attivare la formazione di una nuova rete di vasi
sanguigni e capillari fisiologicamente richiesti durante il processo di rigenerazione ossea [23].
Oltre al potente effetto angiogenico, il VEGF ha anche un ruolo osteogenico diretto, essendo in
grado di indurre il reclutamento delle cellule staminali ematopoietiche e la formazione di nuovo
tessuto osseo [24,25].
Infine, la somministrazione del fluido MyStem, eventualmente arricchito con ASC, potrebbe
avere un duplice effetto: nell’immediato, le proteine presenti nell’SVF agirebbero nel sito
dell’iniezione, esplicando le lora attività di attivazione osteoblastica, inibizione osteoclastica e
attivazione dell’angiogenesi; successivamente, le ASC potrebbero continuare a sostenere la
produzione locale di citochine ed, in aggiunta, potrebbero esplicare la loro nota attività
immunomodulatoria qualora necessario.
Reference List
1.
Katz AJ, Tholpady A, Tholpady SS, Shang H, Ogle RC: Cell surface and transcriptional
characterization of human adipose-derived adherent stromal (hADAS) cells. Stem Cells
2005, 23: 412-423.
2.
Fraser JK, Wulur I, Alfonso Z, Hedrick MH: Fat tissue: an underappreciated source of
stem cells for biotechnology. Trends Biotechnol 2006, 24: 150-154.
3.
Scherberich A, Galli R, Jaquiery C, Farhadi J, Martin I: Three-dimensional perfusion
culture of human adipose tissue-derived endothelial and osteoblastic progenitors
generates osteogenic constructs with intrinsic vascularization capacity. Stem Cells
2007, 25: 1823-1829.
4.
Mosna F, Sensebe L, Krampera M: Human bone marrow and adipose tissue
mesenchymal stem cells: a user's guide. Stem Cells Dev 2010, 19: 1449-1470.
5.
Hombach-Klonisch S, Panigrahi S, Rashedi I, Seifert A, Alberti E, Pocar P et al.: Adult stem
cells and their trans-differentiation potential--perspectives and therapeutic
applications. J Mol Med (Berl) 2008, 86: 1301-1314.
6.
Saulnier N, Puglisi MA, Lattanzi W, Castellini L, Pani G, Leone G et al.: Gene profiling of
bone marrow- and adipose tissue-derived stromal cells: a key role of Kruppel-like
factor 4 in cell fate regulation. Cytotherapy 2011, 13: 329-340.
7.
Cicione C, Diaz-Prado S, Muinos-Lopez E, Hermida-Gomez T, Blanco FJ: Molecular profile
and cellular characterization of human bone marrow mesenchymal stem cells: donor
influence on chondrogenesis. Differentiation 2010, 80: 155-165.
8.
Saulnier N, Lattanzi W, Puglisi MA, Pani G, Barba M, Piscaglia AC et al.: Mesenchymal
stromal cells multipotency and plasticity: induction toward the hepatic lineage. Eur
Rev Med Pharmacol Sci 2009, 13 Suppl 1: 71-78.
9.
Parrilla C, Saulnier N, Bernardini C, Patti R, Tartaglione T, Fetoni AR et al.:
Undifferentiated human adipose tissue-derived stromal cells induce mandibular bone
healing in rats. Arch Otolaryngol Head Neck Surg 2011, 137: 463-470.
10.
Akita S, Akino K, Hirano A, Ohtsuru A, Yamashita S: Noncultured autologous adiposederived stem cells therapy for chronic radiation injury. Stem Cells Int 2010, 2010:
532704.
11.
Francis MP, Sachs PC, Elmore LW, Holt SE: Isolating adipose-derived mesenchymal stem
cells from lipoaspirate blood and saline fraction. Organogenesis 2010, 6: 11-14.
12.
Harwood HJ, Jr.: The adipocyte as an endocrine organ in the regulation of metabolic
homeostasis. Neuropharmacology 2012, 63: 57-75.
13.
Esteve RM: Adipose tissue: Cell heterogeneity and functional diversity. Endocrinol Nutr
2013.
14.
Coelho M, Oliveira T, Fernandes R: Biochemistry of adipose tissue: an endocrine organ.
Arch Med Sci 2013, 9: 191-200.
15.
De FF, Tirino V, Desiderio V, Ferraro G, D'Andrea F, Giuliano M et al.: Human CD34/CD90
ASCs are capable of growing as sphere clusters, producing high levels of VEGF and
forming capillaries. PLoS One 2009, 4: e6537.
16.
He J, Duan H, Xiong Y, Zhang W, Zhou G, Cao Y et al.: Participation of CD34-enriched
mouse adipose cells in hair morphogenesis. Mol Med Rep 2013, 7: 1111-1116.
17.
Kilroy GE, Foster SJ, Wu X, Ruiz J, Sherwood S, Heifetz A et al.: Cytokine profile of human
adipose-derived stem cells: expression of angiogenic, hematopoietic, and proinflammatory factors. J Cell Physiol 2007, 212: 702-709.
18.
Kapur SK, Katz AJ: Review of the adipose derived stem cell secretome. Biochimie 2013.
19.
Gomez-Ambrosi J, Rodriguez A, Catalan V, Fruhbeck G: The bone-adipose axis in obesity
and weight loss. Obes Surg 2008, 18: 1134-1143.
20.
Reid IR: Relationships between fat and bone. Osteoporos Int 2008, 19: 595-606.
21.
Ducy P: The role of osteocalcin in the endocrine cross-talk between bone remodelling
and energy metabolism. Diabetologia 2011, 54: 1291-1297.
22.
Schmid J, Wallkamm B, Hammerle CH, Gogolewski S, Lang NP: The significance of
angiogenesis in guided bone regeneration. A case report of a rabbit experiment. Clin
Oral Implants Res 1997, 8: 244-248.
23.
Colnot C: Cellular and molecular interactions regulating skeletogenesis. J Cell Biochem
2005, 95: 688-697.
24.
Peng H, Usas A, Olshanski A, Ho AM, Gearhart B, Cooper GM et al.: VEGF improves,
whereas sFlt1 inhibits, BMP2-induced bone formation and bone healing through
modulation of angiogenesis. J Bone Miner Res 2005, 20: 2017-2027.
25.
Ferrara N: Vascular endothelial growth factor: basic science and clinical progress.
Endocr Rev 2004, 25: 581-611.

Download Report