Leistungsverzeichnis
Institut für Virologie
Direktor: Univ.-Prof. Dr. Dr. h.c. Herbert Pfister
UNIKLINIK KÖLN
akkreditiert nach DIN EN ISO 15189
Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren
Version 4.0, Mai 2015
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Herausgeber:
Institut für Virologie
Uniklinik Köln
Prof. Dr. med. Ulrike Wieland
Fürst-Pückler-Str. 56
50935 Köln
E-mail: [email protected]
Layout: Thomas Müller
Die jeweils aktuellste Version des Leistungsverzeichnisses finden Sie auf unserer
Homepage unter http://virologie.uk-koeln.de/diagnostik
Eine gedruckte Version des Leistungsverzeichnisses ist bei Herrn Thomas Müller
anforderbar ([email protected], Tel. 0221 – 478 3901).
1
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
2
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Inhaltsverzeichnis
1.
Anschrift, Anfahrt und Lage
4
2.
Öffnungszeiten, wichtige Telefonnummern, Notfalluntersuchungen
5
3.
Ansprechpartner für die virologische Beratung
6
4.
Handbuch für die Primärprobenentnahme
4.1 Hinweise zu Probenentnahme und Transport
4.2 Leistungsanforderung
4.3 Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe
4.4 Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern
4.5 Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren
5.
8
13
19
20
21
Leistungsspektrum
Einzeluntersuchungen (alphabetisch nach Erregernamen)
23
mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge,
Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation
6.
Genotypisierung und Resistenztestung
6.1 HBV – Hepatitis-B-Virus
6.2 HCV – Hepatitis-C-Virus
6.3 HIV – Humanes Immundefizienz-Virus
39
40
42
Organbezogene klinische Symptomatik bei Virusinfektionen
Auge
Bewegungsapparat, Muskulatur
Korpuskuläre Blutbestandteile, Blutbildung, Immunorgane
Gastrointestinaltrakt
Leber, Pankreas
Geschlechtsorgane
Haut und Schleimhaut
Herz und Gefäße
Mundhöhle, Rachen, Hals
Nase, Ohren
Niere, Harnwege, Nebenniere
Nervensystem
Respirationstrakt
Schwangerschaft
47
48
48
49
49
50
50
52
52
53
53
54
55
56
8.
HPV-Typen in klinischen Läsionen
57
9.
Literatur
59
7.
10. Meldepflicht (§ 6-10 Infektionsschutzgesetz)
60
11. Abkürzungsverzeichnis
65
3
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1.
Anschrift, Anfahrt und Lage
Institut für Virologie, Uniklinik Köln
Fürst-Pückler-Str. 56, 50935 Köln
Straßenbahnhaltestellen:
Linien 7 und 13
Haltestelle „Wüllnerstr.“
Linien 1 und 7
Haltestelle „Aachener Str./Gürtel“
Lindenthal
Fahrplanauskunft: http://www.kvb-koeln.de
Aachener-

H

Kitsch-
Schmidt-
Lindenthal
Friedrich-

Aachener-Str./
Gürtel

Str.
H
Zentrum 
Str.
Institut
für
Virologie
Str.
Fürst-Pückler-Str.
burger-

A1
A57
Köln-Nord
A3
Köln-Ost
KölnLövenich
A4
Aachener Str.
Dreieck-Heumar
Köln-West
A4
A1
Köln-Süd
A555
4
A59

Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
2.
Öffnungszeiten, Telefonnummern, Notfalluntersuchungen
Öffnungszeiten:
Montag – Freitag
8:00 – 19:30
Samstag
8:00 – 16:00
Sonntag u. nachts (bis 24 h) Dienst-Handy für Notfallteste (s. u.)
Wichtige Telefonnummern:
Diagnostik-Sekretariat (Befundauskunft bis 16:15) 0221 - 478 - 3903
Karin
Decker
Anforderung von Transportröhrchen
0221 - 478 - 3903, - 3906
FAX
0221 - 478 - 3904
(für weitere Telefonnr. siehe nächste Seite: Ansprechpartner für die virologische Beratung)
Diensthandy (bis 24 h, Mo-So)
0173 - 516 1790
Probentransport bei Notfällen (TAXI anfordern!!!) 478 - 5492
Bitte fordern Sie bei Notfall-Untersuchungen immer ein TAXI an! Mit dem normalen
Probentransport (Blutläufer) kann es mehrere Stunden dauern, bis die Probe unser Institut
erreicht. Über das Diensthandy ist außerhalb der Öffnungszeiten bis 24 Uhr ein
Wissenschaftlicher Mitarbeiter erreichbar, um in dringenden Fällen Notfalluntersuchungen
für folgende Parameter durchzuführen:
• HIV-Antigen/Antikörper Suchtest
• HCV-Antikörper Suchtest
• Hepatitis B-Serologie
• VZV-IgG
Für Notfalluntersuchungen wenden Sie sich bitte an das Diagnostik-Sekretariat bzw. nach
16:15 bzw. 19:30 Uhr direkt an das Labor (478- 3931) oder an das Diensthandy (s. oben).
In dringenden Fällen versuchen wir jeden von uns angebotenen Parameter innerhalb der
Öffnungszeiten sofort nach Eingang der Probe zu analysieren (bitte tel. Anmeldung).
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
3.
Ansprechpartner für die virologische Beratung
Über das Diagnostiksekretariat (478–3903) können Sie innerhalb der Dienstzeiten mit dem
jeweils diensthabenden Wissenschaftlichen Mitarbeiter verbunden werden oder sich direkt
an eine der unten genannten Personen wenden.
Name
Telefon
0221-478-
e-mail
Prof. Dr. Dr. h.c.
Herbert Pfister
3900/3901
[email protected]
3910
[email protected]
Institutsdirektor,
Leiter des Nationalen
Referenzzentrums für
Papillom- und Polyomaviren
Prof. Dr. med.
Ulrike Wieland
Laborleitung Nationales
Referenzzentrum für Papillom- und
Polyomaviren
Oberärztin, Fachärztin für
Mikrobiologie, Virologie und
Infektionsepidemiologie
Jun.-Prof. Dr. rer. nat.
Baki Akgül
3911
[email protected]
3923
[email protected]
Dipl. Biologe
Dr. med.
Sabine Awerkiew
Funk 2050
Fachärztin für Mikrobiologie,
Virologie und Infektionsepidemiologie
Dr. med. Veronica
Di Cristanziano
3927
Fachärztin für Mikrobiologie,
Virologie und
Infektionsepidemiologie
6
[email protected]
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Dr. rer. nat.
Rolf Kaiser
Dipl. Biologe
Bereichsleiter
Molekularbiologie
Dr. rer. nat.
Nadine Lübke
7741
01716953890
87261
3928
[email protected]
[email protected]
Koordinatorin des Nationalen
Referenzzentrums für Papillom- und
Polyomaviren
Dipl. Biologin
Linda Schroeder
Ansprechpartner für
HIV- und HepatitisResistenztestung
Ansprechpartnerin für
HIV- und HepatitisResistenztestung
Dipl. Biologin
Dr. rer. nat.
Steffi Silling
[email protected]
87262
[email protected]
3926
[email protected]
Assistenzärztin
Dr. rer. nat.
Gertrud Steger
Dipl. Biologin
Bitte wenden Sie sich bei Fragen, Unklarheiten, Beschwerden oder Problemen sofort an
uns.
Reklamationen können Sie an jeden der o.g. Ansprechpartner richten.
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
4.
Handbuch für die Primärprobenentnahme
4.1. Hinweise zu Probenentnahme und Transport
Während der Abnahme von Patientenproben müssen Einmalhandschuhe getragen
werden. Besteht die Möglichkeit der Aerosolbildung/des Verspritzens bei der
Probenabnahme, zusätzlich zu den Einmalhandschuhen Mundschutz und Schutzbrille
tragen. Patientenproben müssen mit sterilem Abnahmebesteck entnommen und in
sterilen Transportgefäßen befördert werden. Blutentnahmen sollten mit sicherem
Blutentnahmebesteck (Sicherheits-Blutentnahmekanülen mit integrierter KanülenSchutzhülse; Sicherheitsflügel-Kanülen) erfolgen. Kanülen/Nadeln ohne integrierte
Schutzmechanismen nach Probenabnahme niemals in die Schutzhülle zurückstecken
(Verletzungsgefahr!), sondern direkt in den Sammelbehälter entsorgen. Das
Abnahmebesteck (z.B. Kanülen, Skalpelle) muss sofort nach Abnahme in geeigneten
Sammelgefäßen (z.B. Sharpsafe™) entsorgt werden, so dass sicher gestellt ist, dass
andere Personen sich an dem Annahmebesteck nicht verletzten können. Die
Sammelbehälter dürfen nicht überfüllt werden und dürfen nur geschlossen transportiert
werden.
Bitte bekleben Sie alle eingesandten Probengefäße (nicht die Hüllen oder Verpackungen)
mit einem Proben-Etikett (siehe auch Leistungsanforderung) unseres
Anforderungsformulars und beschriften Sie das Etikett (vor dem Abziehen vom Formular)
mit dem Namen des Patienten.
Ohne klinische Angaben ist eine sinnvolle Beurteilung der Testergebnisse oft nicht
möglich. Bitte markieren Sie bei Z.n. aktueller Impfung, Nadelstichverletzungen,
Immundefizienz, Bluttransfusion/ Immunglobulin-Gabe, etc. die entsprechenden Felder auf
unserem Anforderungsformular.
Fordern Sie bei Notfalluntersuchungen (siehe Abschnitt 2) unbedingt einen
Sondertransport per TAXI an (Tel. 5492), da uns die Probe sonst eventuell (insbes. bei
Abnahme am Nachmittag) nicht mehr am Tag der Abnahme erreicht. Der normale
Uniklinik-Probentransport fährt unser Institut dreimal pro Tag an (gegen 11, 14 und 16 Uhr;
Samstags nur einmal gegen 10 Uhr) und liefert dabei alle Proben an, die bis ca.
9:30/10:00 h, 13 h bzw. 15 h in der zentralen Probenannahme im Zentrallaboratorium (LFIGebäude) angelangt sind.
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Wir benötigen für die Virusdiagnostik folgende Materialien:
(für weitere Angaben wie minimale Probenmenge siehe Kapitel "Leistungsspektrum")
Serologische Untersuchungen
10 ml Blut ohne Zusatz in sterilem Röhrchen (braune Monovette). Neben Serum kann
auch EDTA-Blut (rote Monovette) für serologische Untersuchungen eingesandt werden.
Ggf. eine zweite Blutprobe im Abstand von 1-2 Wochen einsenden (Feststellung von TiterBewegungen).
HIV-Testungen dürfen nur mit Einverständnis des Patienten durchgeführt werden.
Influenzaviren- und RSV (Respiratory Syncytial Virus) Nachweis:
Für den RSV-Antigennachweis wird Nasopharynx-Sekret benötigt (ideal > 0,5 ml). Am
besten geeignet sind durch Absaugen (Katheter, Gummiball) oder Spülung (mit 2-3 ml
physiologischer Kochsalzlösung) gewonnene Sekrete. Trachealsekret oder BAL können
auch untersucht werden. Abstriche sind auch möglich, aber weniger gut geeignet (Tupfer
mit Rayon- oder Dacron-Spitzen; keine Baumwoll-, keine Calciumalginat-Tupfer). Nach
Abnahme wird der Tupfer in 'Transportmedium für die Virusisolierung’ (s.u.), gegeben
und unverzüglich, idealer weise bei 2°-8°C (auf Eis – nicht einfrieren), eingesandt. Alle
eingesandten Materialien sollten Epithelzellen enthalten und nach Abnahme so schnell wie
möglich in das Labor gelangen. Mit Blut kontaminierte Materialien sind für RSVSchnellteste nicht geeignet (falsch positive oder falsch negative Resultate möglich).
Für den Nachweis von Influenza Viren haben sich Schnellteste wegen mangelnder
Sensitivität nicht bewährt. Bitte fordern Sie zum Nachweis von Influenza Viren eine
Influenza PCR-Untersuchung an. Sowohl Influenzaviren, als auch RSV sind in unserem
Untersuchungsblock "Respiratorischer Erregernachweis", welcher 10 Gruppen
respiratorischer Viren umfasst (siehe Tabelle "Untersuchungsblöcke" im Kapitel
"Leistungsanforderung"), enthalten, können aber auch als Einzeluntersuchung angefordert
werden.
PCR-Untersuchungen
PCR-Untersuchungen sind aus zahlreichen Materialien möglich. Auf unserem
Anforderungsformular (siehe unten) sind neben der Analyse die jeweils geeigneten
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Materialien in Klammern angegeben. Entsprechende Angaben finden Sie auch im Kapitel
Leistungsspektrum bei den jeweiligen Erregern.
HCV-RNA und HIV-1 RNA Bestimmungen
Proben für den Nachweis von HCV-RNA, für die HCV-Typisierung (Serum oder EDTABlut) und für den quantitativen HIV-1 RNA Nachweis (EDTA-Blut; Heparinblut ist für PCR
nicht geeignet!) müssen wegen der Instabilität der viralen RNA möglichst schnell nach
Abnahme in unser Labor gelangen (Transportzeit max. 24 h). Bitte nehmen Sie bei
gleichzeitiger Anforderung von HCV und HIV-1 RNA zwei separate Röhrchen ab.
PCRs aus (Genital-)Abstrichen: Chlamydia trachomatis, HPV, HSV, VZV
Chlamydia trachomatis, HPV-, HSV-, oder VZV-PCR-Untersuchungen können von
Abstrichmaterialien nur durchgeführt werden, wenn diese in jeweils speziellen
Abstrichröhrchen für Chlamydien- bzw. HPV-, HSV-, VZV-PCR abgenommen wurden. Das
‘Transportmedium für Chlamydia trachomatis PCR’ (M4RT Transport Medium) ist nur für
Chlamydia trachomatis PCR geeignet. Das ‘Transportmedium für HPV-PCR’ ist auch für
HSV- und VZV-PCR geeignet, jedoch nicht für Chlamydia trachomatis PCR (tel.
Anforderung der Transportröhrchen unter 478-3903; Lagerung bei +2-8°C).
Bei Abstrichen für die HPV-, HSV-, VZV oder Chlamydia trachomatis PCR muss der
Tupfer nach der Probenabnahme unbedingt im Transportröhrchen verbleiben!
Transportröhrchen, die keinen Tupfer enthalten, können nicht bearbeitet werden!
Bitte nehmen Sie Abstriche für die Chlamydien-PCR mit den von uns versandten Tupfern
mit Plastikstil ab (Swab Pack, Fa. Remel). Für Zervixabstriche benötigen Sie 2 Tupfer. Nur
endozervikale Abstriche sind für die Chlamydien-PCR geeignet. Bei Männern bitte Urin
einsenden (siehe unten).
Abnahme von Zervixabstrichen für die Chlamydia trachomatis PCR:
• Zervixschleim mit dem ersten Tupfer entfernen und verwerfen.
• Den zweiten Tupfer in den endozervikalen Kanal einführen, bis die Tupferspitze nicht
mehr sichtbar ist.
• Tupfer 3-5 Sekunden drehen (für die Abnahme von Zellen). Beim Zurückziehen des
Tupfers Kontakt mit der Vaginalschleimhaut vermeiden!
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
• Tupfer in das Transportmedium (M4RT-Medium) geben und den Tupferstiel am
Röhrchenrand abbrechen. Transportröhrchen fest verschließen und bei
Raumtemperatur bzw. 15-30°C zum Labor transportieren lassen.
Urin für die Chlamydia trachomatis PCR (Frauen und Männer)
2 Stunden vor Urinkollektion nicht urinieren und dann 10-50 ml zu Beginn der Miktion in
einem sauberen Polypropylen-Gefäß ohne Konservierungsmittel auffangen.
Sammelgefäße, die Konservierungsmittel enthalten, dürfen NICHT benutzt werden. Die
Probe muss innerhalb von 24 h in das Labor gelangen (Transport bei Raumtemperatur
bzw. 15-30°C).
Biopsien für PCR-Untersuchungen
Biopsien für PCR-Untersuchungen nativ (kein Einbett- oder Transportmedium) auf
Trockeneis oder bei kurzem Transport auf Eis oder bei Raumtemperatur einsenden.
Formalin-fixiertes paraffin-eingebettetes Gewebe ist ggf. auch geeignet.
Urin, Liquor, Kammerwasser, BAL, Tracheal- oder Nasopharynxsekret, Rachen/Nasenspülung, Sputum, Punktate, Fruchtwasser, Stuhl für PCR-Untersuchungen
nativ in sterilen Einmalgefäßen/Röhrchen versenden. Knochenmark kann in EDTARöhrchen transportiert werden.
Für Liquor-Untersuchungen (viraler DNA/RNA-Nachweis mittels PCRs bzw.
Liquor/Serum-Antikörper-Indizes) benötigen wir mindestens 750 ul, idealerweise 1 ml
Liquor. Bei Kammerwasser benötigen wir mindestens 200 – 400 ul. Für StuhlUntersuchungen senden Sie bitte eine erbsen- bis bohnengroße Menge ein (1-2 ml).
Bei den übrigen o.g. Materialien senden Sie bitte 1 bis 10 ml ein.
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Virusisolierung
Die Virusisolierung ist nur in Spezialfällen nach telefonischer Rücksprache möglich
und in der Regel nur in den ersten (3) Krankheitstagen erfolgsversprechend.
Soweit verfügbar, sind PCR-Untersuchungen vorzuziehen.
Virusanzucht ist prinzipiell möglich für Adenoviren (Stuhl, Abstrich, resp. Sekrete, BAL,
Urin), CMV (Urin), Enteroviren (Stuhl, Abstrich, Punktat, BAL, Liquor), HSV (Abstrich,
Urin), Influenzaviren (Abstrich, BAL, TS, resp. Sekrete), VZV (Abstrich)
Materialien für die Virusisolierung müssen so schnell wie möglich und nach Möglichkeit
gekühlt (auf Eis - nicht einfrieren!) eingesandt werden. Proben möglichst frühzeitig
abnehmen. Die Einsendung mehrerer aufeinanderfolgender Proben erhöht die
Isolierungschance.
• Stuhl, Urin, Liquor, BAL, Punktat, Rachen- oder Trachelsekret nativ (ohne Zusätze) in
sterilem Röhrchen/Transportgefäß einsenden.
• Für den Transport von Abstrichen (dürfen nicht austrocknen!) sind nur sterile
Spezialröhrchen mit (rotem) ‘Transportmedium für die Virusisolierung’ geeignet, die
telefonisch bei uns bestellt werden können (478 -3903)(Lagerung bei +4°C für 4
Wochen oder bei -20°C für 12 Monate, vor Gebrauch auftauen). Für die
Abstrichabnahme muss ein steriler Tupfer benutzt werden. Sofort danach wird der
Tupfer in das Transportmedium überführt und der Tupferstiel am Röhrchenrand
abgebrochen. Das Transportröhrchen, das nun den Tupfer in Transportmedium enthält,
fest verschließen und sofort, wenn möglich gekühlt, einsenden.
• Für die Isolierung von Influenzaviren (Rachen- o. Nasenabstriche in den ersten drei
Krankheitstagen) ist o.g. Transportmedium nicht geeignet. Ein ‘Spezialtransportmedium
für Influenzaviren’ ist notwendig (tel. Bestellung 478- 3903). Materialien für die
Influenzavirus-Isolierung sollten unbedingt gekühlt eingesandt werden (auf Eis - nicht
einfrieren!)
• Bläscheninhalt kann mit einer Tuberkulinspritze, in die zuvor etwas physiologische
Kochsalzlösung aufgezogen wurde, abgenommen werden und in der verschlossenen
Spritze nach Abnahme der Kanüle eingesandt werden.
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
4.2. Leistungsanforderung
Die Leistungsanforderung erfolgt durch unser maschinenlesbares Anforderungsformular
(siehe Abbildung auf der übernächsten Seite).
Die aktuelle Version unseres Anforderungsformulars ist in unserem Diagnostik-Sekretariat
bestellbar (Kontaktdaten siehe Abschnitt 2). Falls Ihnen unser Anforderungsformular
aktuell nicht vorliegt, können Sie eine Kopie in Ausnahmefällen von unserer Homepage
herunterladen.
Zur Markierung Ihrer Anforderungen auf unserem Formular kann ein Bleistift oder
Kugelschreiber benutzt werden. Bitte waagrechte Striche, die das ganze Feld füllen
anbringen (senkrechte Striche oder Kreuze werden von dem Belegleser u.U. nicht erkannt
und die Parameter nicht bestimmt). Auf dem Formular bitte nicht radieren und das
Formular nicht knicken!
Einsender aus der Uniklinik Köln kleben bitte das Patienten-Etikett und das StationsEtikett auf die entsprechenden Felder. Sollten bei Notfällen noch keine Patienten-Etiketten
vorhanden sein, kann das entsprechende Feld auch handschriftlich ausgefüllt werden
(unbedingt nötig: Name, Vorname, Geburtsdatum). Bitte keine beschädigten Etiketten
benutzen. Externe Einsender füllen das Patienten-Etikett-Feld handschriftlich aus oder
kleben ihre eigenen Patientenetiketten auf und geben dort zusätzlich die
Einsenderadresse an.
Bitte markieren Sie das entsprechende Feld (im oberen Drittel der Karte rechts), wenn ein
Notfall vorliegt.
Ihr Auftrag kann von dem Belegleser an die Labor-EDV nur vollständig weitergegeben
werden, wenn auf dem Formular Materialart(en) (im Feld Eingesandte Materialien) und die
gewünschte(n) Analyse(n) markiert sind!
Nur wenn Sie Abnahmetag und Abnahmezeit markieren, können Verzögerungen beim
Probentransport, die Einfluss auf die Untersuchungsergebnisse haben, erkannt werden
(z.B. können Abbau viraler RNA oder Degradierung behüllter Viren bei zu langem
Probentransport zu falsch negativen PCR- oder Virusisolierungs-Resultaten führen).
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Angaben zur Diagnose bzw. das Markieren von klinischen Angaben wie
‘Nadelstichverletzung’, ‘Z.n. aktueller Impfung’, ‘Immundefizienz/-suppression’, ‘Dialyse’,
‘Gravidität’, etc. erleichtern uns die Beurteilung der Testergebnisse.
Wenn Sie das Feld ‘Diagnostikprogramm’ markieren und eine Fragestellung angeben,
erfolgt die Auswahl des Testprofils durch einen unserer Wissenschaftlichen Mitarbeiter
entsprechend der Fragestellung (siehe auch: Tabellen zur organbezogenen klinischen
Symptomatik bei Virusinfektionen).
Probenetiketten
Pro Formular können maximal sechs Probenröhrchen eingesandt werden (6 ProbenBarcode-Etiketten sind unten auf dem Formular angebracht). Für Liquor benutzen Sie bitte
das Etikett mit dem grauen Randstreifen (untere Etiketten-Reihe rechts). Die restlichen
fünf Etiketten (mit blauen Randstreifen) können für jedes Material (außer Liquor) benutzt
werden. Beschriften Sie das Etikett vor dem Abziehen von dem Formular mit dem
Patientennamen. Kleben Sie das Etikett längs auf das Probengefäß, so dass die
Schmalseite des Etiketts parallel zum oberen Gefäßrand ist und die Auftragsnummer auf
dem farbigen Etikettenrand lesbar ist. Die Barcodelinien müssen im rechten Winkel zur
Röhrchen-Achse verlaufen (siehe Skizze unten links auf unserem Anforderungsformular
auf der nächsten Seite).
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Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Version: 4.1
Name
Vorname
Geb.-Datum
1
2
4
8
1
2
4
8
1
2
4
8
1
Institut für Virologie
UNIKLINIK KÖLN
PatientenEtikett
Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren
Direktor: Prof. Dr. Dr. h. c. H. Pfister · Fürst-Pückler-Str. 56 · 50935 Köln
Tel. (0221) 478 - 3903 · Fax (0221) 478 -3904
Dienst-Handy: 0173-516 17 90 (bis 24 h)
Internet: http://virologie.uk-koeln.de/
Geschlecht
Anschrift
2
Kostenträger
3
4
Ext. Einsenderadresse
Externe Einsender,
bitte Adresse angeben!
Einsender-Etikett
Absender angeben!
Tel.-Nr. f. Rückfragen:
Erstuntersuchung
Fax-Nr.:
Folgeuntersuchung
Diagnose:
Therapiekontrolle
8
9
10
Montag
Z. n. aktueller Impf.
Bemerkungen:
Dienstag
0
1
Prä-OP
stationär
ambulant
Prä-Tx
Kasse
privat
0
Notfall
Nur bei NPC: EBV VCA IgA
FSME IgM
FSME IgG
RSV Ag
Hanta Puumala
IgM (Se)
Hantaviren-Screening
CMV-Quantiferon (He)
Virusanzucht (Zellkultur)
(Puumala IgM Schnelltest, Hantaviren (5 Serotypen) IgG/IgM)
Nur in Sonderfällen
nach telefonischer
Rücksprache
Hantaviren IgM
Hantaviren IgG
HHV6-IgM
a-HIV 1/2
a-HIV IB
HSV IgM
HSV IgG
Sandfliegenfieber-Virus IgM
Sandfliegenfieber-Virus IgG
Barcode-Etikett nur so
auf die Monovetten kleben!
Name
36
35
00000001
Sonstiges
Name
Name
34
Virologie
33
32
31
30
29
28
27
a-HBc
a-HBc-IgM
HBs-Ag
HBs-Ag quant.
(Therapiekontrolle)
a-HBs-Titer
HBe-Ag
a-HBe
HBV DNA quant. (Se, Ed)
HBV Resistenz/
Genotyp. (Ed)
a-HCV
a-HCV IB
HCV RNA quant. (Se, Ed)
HCV Typisierung (Se, Ed)
HCV Resistenz (Ed)
HDV Gesamt-AK
HDV RNA (Se, Ed)
a-HEV-IgM
a-HEV-IgG
HEV RNA (St, Ed)
Für erregerspez.
Liquor/ SerumAntikörper-Indizes
Einsendeschein
„Neurologische
Labordiagnostik“
des Instituts für Klin.
Chemie benutzen.
Die Proben werden
an uns weitergeleitet.
Virologie
26
Name
25
Virologie
Virologie
24
30
9
Sonntag
10
40
20
50
23
22
21
20
11
12
13
14
Wissensch.
15
der Fragestellung (Auswahl des Profils /
Stufendiagnostik durch den Laborarzt)
16
17
18
19
20
21
Separates Röhrchen !
(HBs-Ag, a-HBc)
(IgA + IgG)
Name
Samstag
8
Bitte telefonische Anmeldung (Tel. s. o.)
und Taxitransport (Tel. 478-5492)
Nukleinsäure-Nachw. (PCR) (Material)
HAV IgM
HAV IgG
HBV-Screening
Toxoplasm. IgM
Toxoplasm. IgG
VZV IgM
VZV IgG
VZV-Reaktivierung
00000001
Schnellteste (Material siehe Rückseite)
00000001
Mediaform! " (040) 727 360-0 · 03.15 · ABD 1501603 · Art.Nr. 1018-00018
in separatem Röhrchen!)
7
22
19
18
00000001
EBV VCA IgM
EBV EA IgG
00000001
03.15 · ABD 1501603
CMV-pp65 (He, Ed,
20
Freitag
Diagnostikprogramm entsprechend
Punktat (Pu)
Rachen/Nasenspül. (Ra)
Trachealsekret (Ts)
Hepatitis-Viren
Influenza A IgA
Influenza A IgG
Influenza B IgA
Influenza B IgG
Masern IgM
Masern IgG
Mumps IgM
Mumps IgG
Parvov. B19 IgM
Parvov. B19 IgG
Röteln IgM
Röteln IgG
(a-EBV-VCA-IgG/M + a-EBNA1-IgG)
37
10
6
Sonstiges
Serologische Nachweise (Se)
CMV IgM
CMV IgG
Dengue IgM/G/NS1
EBV-Screening
5
Min.
Fetalblut (Fe)
Fruchtwasser (Fw)
Kammerwasser (Kw)
Sputum (Sp)
4
Dialyse
Name
00000001
Knochenmark (Km)
3
Std.
Bluttransf./Immunglob.
Abstrich (Ab) von:
BAL (Ba)
Biopsie (Bi) von:
Liquor (Li)
Urin (Ur)
Stuhl (St)
Adenoviren (St)
Astroviren (St)
Rotavirus (St)
38
Mittwoch Donnerstag
2
Immundefizienz/-suppr.
Gravidität
Nasopharynxsekret (Np)
00000001
7
nicht so
Eingesandte Materialien (zu Abnahme, Menge und Transport s. Rückseite) Feld bitte unbedingt ausfüllen!
Antigennachweise
6
Nadelstichverletzung
Arzt / Ärztin (Name) / Funk-Nr. / Unterschrift
Serum (Se)
EDTA-Blut (Ed)
Heparin-Blut (He)
5
Bitte Untersuchungsmaterial
und Testanforderung
so markieren:
Name
17
Untersuchungsblöcke
23
Adenov. (Ab, Ba, Bi, Ed, Km, Li, Np, Pu, Ra, St, Ts, Ur)
Prä-OP Screening
24
BKV (Ed, Ur)
Chlamydia trach. (Ab, Ur)
CMV aus EDTA-Blut (quant.)
CMV aus Urin
CMV (Ab, Ba, Bi, Km, Kw, Li, Ts)
EBV (Bi, Ed, Km, Li)
Enteroviren (Li, Se, St, Pu)
erfasste Typen s. Rückseite; Parechoviren s. unten
(HBsAg, a-HBc, a-HCV, a-HIV)
25
Screening akute Hepatitis
26
(HAV+HEV IgM, HBs-Ag, a-HBc, a-HCV)
27
HHV8 (KSHV) (Bi, Ed, Pu)
HIV 1 RNA quant. (Ed, Li)
HIV Resistenz RT/Protease (Ed)
HIV Resistenz Integrase (Ed)
HIV-1 Tropismus (Ed)
HPV genital (Ab, Bi)
HPV Haut (Bi) (Diagn. angeben)
HSV (Ab, Bi, Ed, Kw, Li, Pu)
Influenza A/B (Ab, Ba, Sp, Np)
JCV (Li, Bi)
Noroviren (St)
MCPyV (Bi, Ab)
Parechoviren (Ab, Ba, Ed, Li, Np, Se, Ts, St)
Parvovirus B19 (Se, Fw, Bi, Km)
Rötelnvirus (Se, Fw, Fe, Ur)
VZV (Ab, Bi, Ed, Fw, Kw, Li, Pu)
(a-HBs-Titer, a-HCV, a-HIV)
Nadelstichverletzung
ohne HBV-Impfung
(HBs-Ag, a-HBc, a-HCV, a-HIV)
Nadelstichverletzung
bei Z. n. HBV-Impfung
28
29
30
31
32
33
Torch-Serologie
34
(Toxoplasmose IgM, Röteln IgM,
CMV IgM, HSV IgM)
35
Prae-Tx-Programm
37
Zwei (2!) Serumröhrchen einsenden!
(a-HBc, HBs-Ag, a-HCV, HCV-RNA,
a-HIV, HSV/VZV/CMV IgM/G,
EBV VCA IgM/G, EBNA1 IgG)
36
38
39
40
41
Post-Tx-Programm
42
1 Serum, 1 EDTA, 1 Urin !
(CMV IgM/G, CMV PCR [EDTA/Urin])
43
Liquor-PCR auf
neurotrope Viren
44
45
46
(HSV, VZV, CMV, Entero)
47
Respirator. Erregernachweis
48
PCR aus Ab, Ba, Np, Pu,
Ra, Sp, Ts (Influenza A/B,
Parainfluenza, RSV, hMPV,
Adeno-, Boca-, Corona-,
Rhino/Enteroviren)
Kardiotrope Viren
49
(Serum: Adeno-DNA, EBV-VCA IgG/M,
EBV-EBNA1 IgG, Entero-RNA, Influenza A/B IgA/G, Mumps IgM, Parvovirus
B19 IgM/DNA, Röteln-IgM)
Virologie
Virale Durchfall-Erreger
50
51
(Adeno-, Astro-, Noro-, Rotaviren aus Stuhl)
Liquor für Virologie
16
15
14
13
12
11
52
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
53
Wenn Sie einen der Untersuchungsblöcke (letzte Spalte) markieren, werden alle bei dem
Untersuchungsblock aufgeführten Analysen durchgeführt:
15
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Untersuchungsblock
Analysen
Prä-OP Screening
Hbs-Antigen, a-HBc, a-HCV, a-HIV
Screening akute Hepatitis
HAV-IgM, HEV-IgM, Hbs-Antigen, a-HBc,
a-HCV
Nadelstichverletzung ohne
HBV-Impfung
HBs-Antigen, a-HBc, a-HCV, a-HIV
Nadelstichverletzung bei Z.n.
HBV-Impfung
a-HBs-Titer, a-HCV, a-HIV
TORCH-Serologie
Toxoplasmose-, Röteln-, CMV-, HSV-IgM
Prä-Tx-Programm
a-HBc, HBs-Antigen, a-HCV, HCV-RNA,
a-HIV, HSV/VZV/CMV-IgM und –IgG,
EBV-VCA-IgM und -IgG, EBV-EBNA1-IgG
Bitte unbedingt zwei (2 !)
Serumröhrchen einsenden!
Post-Tx-Programm
Bitte 1 Serum-, 1 EDTA-, und 1 UrinRöhrchen einsenden!
CMV-IgM, -IgG, CMV-PCR aus EDTA-Blut und
Urin
Liquor-PCR auf neurotrope Viren
HSV-, VZV-, CMV-, EBV-, Enteroviren-PCR
Respiratorischer
Erregernachweis
Multiplex-PCR zum Nachweis folgender Viren:
Influenza A/B, Parainfluenza, RSV,
Metapneumo-, Adeno-, Boca-, Corona-, Rhino/Enteroviren
aus Abstrich, BAL, Trachealsekret,
Nasopharynxsekret, Rachen-/NasenSpülung, Sputum, Punktat (Abstrich in 1
ml Transportmedium für die
Virusisolierung oder in 1 ml steriler
Kochsalzlösung)
Kardiotrope Viren
Bitte 2 Serumröhrchen einsenden!
Virale Durchfall-Erreger
Adenoviren-DNA, EBV-VCA IgG/IgM, EBVEBNA1-IgG, Enteroviren-RNA, Influenza A/BIgA/IgG, Mumps-IgM, Parvovirus B19 IgM/DNA,
Rötelnvirus-IgM
Adeno-, Astro-, Noro-, Rotaviren im Stuhl
16
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Liquor/Serum IgG-Quotienten (Antikörper-Indizes)
Wir bieten die Bestimmung von Liquor/Serum IgG-Quotienten für Masernvirus,
Rötelnvirus, Varizella-Zoster-Virus, Mumpsvirus, Cytomegalie-Virus und Herpes simplex
Virus an. Der Test dient dem Nachweis einer intrathekalen Antikörper-Synthese gegen die
jeweiligen Viren. Diese ist frühestens 10 Tage nach Infektion nachweisbar, und somit nicht
zur Akutdiagnostik geeignet. Für den Test wird ein am gleichen Tag entnommenes
Probenpaar aus Serum und Liquor benötigt. Für die Anforderung von Antikörper-Indizes
aus Liquor und Serum (relativer Liquor/Serum IgG-Quotienten) benutzen Sie bitte NICHT
unser übliches Anforderungsformular, sondern das unten (siehe nächste Seite) gezeigte
Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik des Instituts für Klinischen Chemie
(Zentrallabor, Tel. 478 5290). Liquor und Serum werden vom Institut für Klinische Chemie
nach Ermittlung von Gesamt-IgG-/ und Albuminwerten an uns weitergeleitet.
Wissenschaftliche Studien
Vor Anforderung von virologischen Untersuchungen im Rahmen wissenschaftlicher
Studien ist eine Rücksprache mit dem Institutsdirektor erforderlich (Tel. 478-3900).
Nachforderung von Untersuchungen
Sofern genug Material eingesandt wurde, lagern wir nach der Durchführung der
angeforderten Teste verbleibendes Probenmaterial für circa 1 Jahr bei –20°C
(serologische Untersuchungen) oder –80°C (Nukleinsäurenachweise). In diesem Zeitraum
können ggf. zusätzliche Untersuchungen nachgefordert werden (Tel. 478-3903)
Wiederholungsuntersuchungen aufgrund analytischer Fehler werden kostenlos für die
Einsender durchgeführt.
17
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Anforderungsformular Neurologische Labordiagnostik
des Instituts für Klinische Chemie (siehe Abschnitt Liquor/Serum IgG-Quotienten):
18
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
4.3. Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe
(Aviäre Influenza, z.B. Influenza A H5N1)
Der Verdacht auf Vogelgrippe beim Menschen besteht bei direktem Kontakt mit
erkrankten/verstorbenen Tieren oder mit einem bestätigten menschlichen Erkrankungsfall
oder mit einem menschlichen Verdachtsfall und akutem Krankheitsbeginn innerhalb von 7
Tagen nach dem Kontakt mit Fieber >38°C und Husten oder Dyspnoe. Bei Vorliegen eines
Verdachtsfalls sollte umgehend ein labordiagnostischer Erregernachweis (PCR)
angestrebt werden. Differentialdiagnostisch sollte immer eine Untersuchung auf aviäre und
humane Influenzaviren erfolgen. Bei Nachweis von hochpathogenen aviären
Influenzaviren wird empfohlen, den Patienten mit Neuraminidasehemmern, ggf. in erhöhter
Dosierung (Oseltamivir/Tamiflu® 2x150mg/d) zu behandeln. Personen, mit denen der
Patient Kontakt hatte, sollen prophylaktisch mit Oseltamivir behandelt werden (75mg/d bis
5d nach Ende der letzten Exposition). Es muss eine Meldung an das zuständige
Gesundheitsamt und eine Übermittlung an das Robert Koch-Institut erfolgen. Untersucht
werden können Nasopharynxabstriche, Trachealsekret, und Bronchiallavage (BAL).
Rachenabstriche, Nasopharynxsekret und Sputum sind weniger gut geeignet.
Gelabstriche können NICHT untersucht werden. Die Probengewinnung sollte von
geschultem Personal unter strikter Einhaltung der zu beachtenden hygienischen Aspekte
(Atemschutzmaske, Schutzkittel, Einmalhandschuhe) erfolgen. Bei Probenentnahme
mit möglicher Aerosolbildung (Trachealsekret, BAL) müssen eine eng anliegende FFP3Atemschutzmaske und eine Schutzbrille getragen werden. Abstriche sollten idealer weise
in speziellen Transportröhrchen für die Virusisolierung (rote Flüssigkeit) transportiert
werden, die bei uns erhältlich sind (Tel. 3903). Falls diese Röhrchen nicht vorliegen, ist der
Transport in physiologischer Kochsalzlösung (> 0,5 ml < 1 ml) möglich. Die PCR-Analyse
nimmt etwa 4 Stunden in Anspruch. Wir bieten diesen Test während der normalen
Dienstzeiten an. Um eine zügige Bearbeitung zu garantieren, bitten wir um telefonische
Benachrichtigung und um Markierung der Einsendung als „Notfall“. Wir untersuchen nur
Material von Menschen. Einsender von Untersuchungsmaterial von Tieren können sich
an das Chemische und Veterinäruntersuchungsamt Rhein-Ruhr-Wupper wenden (Alte
Gladbacher Str. 2-4, 47805 Krefeld, Tel. 02151 849-0).
Für aktuelle Informationen zu Influenzaviren siehe: http://www.rki.de/ und dort unter
Infektionsschutz > RKI-Ratgeber für Ärzte > Influenza.
19
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
4.4. Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern
(Klasse IV-Erreger)
Proben mit V.a. Klasse IV-Erreger werden an unserem Institut nicht untersucht und
können nicht angenommen werden, da Klasse IV Erreger (Erreger von viralem
hämorrhagischem Fieber, s.u.) nur in Instituten mit S-4 Laboratorien untersucht werden
dürfen. Bei entsprechendem klinischem Verdacht bitten wir unsere Einsender, direkt
Kontakt mit u.g. S4-Einrichtungen aufzunehmen, die Probe anzukündigen und die
Modalitäten des Transports zu besprechen.
Institut für Virologie, Phillips Universität Marburg
Prof. Dr. S. Becker
Hans-Meerwein-Str. 2, 35043 Marburg
Tel.: 0177 - 310 81 96 (24 h), 06421-28 6253/ 54 (Sekretariat), 06421-28 64 315 (Dr.
Markus Eickmann, Leitung BSL-4 Labor), Fax 06421-28 68962
Der Probentransport wird vom Institut für Virologie der Universität Marburg organisiert.
http://www.uni-marburg.de/fb20/virologie
Bernhard-Nocht-Institut
Bernhard-Nocht-Str. 74, 20359 Hamburg; http://www.bnitm.de
Tel. 040- 42 81 80 (24 h täglich bei Verdacht auf virales hämorrhagisches Fieber)
Liste der humanpathogenen viralen Klasse IV Erreger gemäß GenTR/BioMedR/
TRBA 462
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
Ebolavirus (hämorrhagisches Fieber)
Guanaritovirus (Venezuelanisches hämorrhagisches Fieber)
Hendravirus (Zoonose, Fledermäuse, Pferd; Resp.Trakt, Meningitis/Enzephalitis)
Juninvirus (Argentinisches hämorrhagisches Fieber)
Krim-Kongo-Fieber Virus (hämorrhagisches Fieber)
Lassavirus (hämorrhagisches Fieber)
Lujovirus (hämorrhagisches Fieber)
Machupovirus (Bolivianisches hämorrhagisches Fieber)
Marburgvirus (hämorrhagisches Fieber)
Morbillivirus des Pferdes (Paramyxo-ähnliche Pferdeviren)
Nipahvirus (Zoonose, Fledermäuse, Schweine; Resp. Trakt, Enzephalitis)
Pockenviren (Variola-Major- und Variola-Minor-Virus)
Sabiavirus (Brasilianisches hämorrhagisches Fieber)
20
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
4.5. Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren
Leitung:
Univ. Prof. Dr. Herbert Pfister
Laborleitung:
Prof. Dr. med. Ulrike Wieland
(0221 478-3910)
Koordination:
Dr. Steffi Silling
(0221 478-3928)
E-Mail: [email protected]
Leistungsangebot des NRZ:
•
Beratung von Fachpersonal zu Fragen der Diagnostik, der Prophylaxe und der Therapie
von Humanen Papillomvirus (HPV)- und Polyomavirus (PyV)-assoziierten Erkrankungen
•
Beratung von Laboratorien bei der Diagnostik von Papillom- und PolyomavirusInfektionen
•
Typisierungen von HPV in diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache
•
Isolierung und Sequenzierung neuer HPV-Typen sowie Abgabe der Plasmide auf
Anfrage
•
Nachweis von BKPyV, JCPyV, MCPyV und weiterer humaner Polyomaviren in
diagnostischen Sonderfällen nach vorheriger Absprache
•
Führen einer Sammlung diagnostischer Referenzmaterialien für HPV und humane
Polyomaviren sowie Abgabe auf Anfrage
•
Durchführung von Fortbildungsveranstaltungen für Ärzte und Ärztinnen sowie
Mitarbeiter/innen des öffentlichen Gesundheitsdienstes
•
Evaluation von kommerziellen, diagnostischen Testsystemen für HPV und
Polyomaviren
•
Unterstützung von nationalen und internationalen Ringversuchen zu HPV und
Polyomaviren.
21
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Hinweise zum Materialversand an das NRZ:
Geeignete Materialien für die HPV- und Polyomavirus-DNA-Diagnostik sind
Abstriche und Biopsien. Auch aus Paraffin-eingebettetem Gewebe kann virale DNA
extrahiert werden. Abstriche für den DNA-Nachweis können in phosphat-gepufferter
Kochsalzlösung (PBS) oder in Transportmedium für die Zytologie (z.B. PreservCyt,
SurePath) versandt werden. Der Transport von Abstrichen und nativen Biopsien
kann – sofern nur DNA nachgewiesen werden soll - bei Raumtemperatur oder 4°C
erfolgen. Biopsien können auch eingefroren (Trockeneis) versendet werden.
Informationen zu Analen Dysplasien und Analkarzinom bei HIV-Infizierten finden
Sie hier: www.awmf.org/uploads/tx_szleitlinien/055007l_S1k_Anale_Dysplasien_Analkarzinom_HIV_infizierten_09-2013__01.pdf
Informationen zur HPV Impfung, herausgegeben von dem HPV Management
Forum, finden Sie unter folgendem Link: www.hpv-impfleitlinie.de
Das NRZ für Papillom- und Polyomaviren ist Mitglied im Netzwerk für sexuell oder
durch Blut übertragene Infektionen: www.sbtd.net
22
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
5.
Leistungsspektrum
Adenoviren (AV) ............................................................................. 24
Astroviren ....................................................................................... 24
BK-Virus (BKV) .............................................................................. 24
Bocavirus ....................................................................................... 24
Chlamydia trachomatis.................................................................... 25
Cytomegalievirus (CMV) ................................................................ 25
Coronaviren .................................................................................... 26
Dengue-Viren ................................................................................. 27
Epstein-Barr-Virus (EBV) ............................................................... 27
Enteroviren ..................................................................................... 27
Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME)–Virus ......................... 28
Hantaviren ...................................................................................... 28
Hepatitis-A-Virus (HAV) ................................................................. 28
Hepatitis-B-Virus (HBV) ................................................................. 29
Hepatitis-C-Virus (HCV) ................................................................. 29
Hepatitis-D-Virus (HDV) ................................................................. 30
Hepatitis-E-Virus (HEV) ................................................................. 30
Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6) .................................................. 30
Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) .................................................. 31
Humanes Immundefizienz-Virus (HIV) ........................................... 31
Humane Papillomviren (HPV) ........................................................ 31
Herpes-simplex-Viren (HSV) .......................................................... 32
Influenza-A-Viren ........................................................................... 32
Influenza-B-Viren ........................................................................... 32
Influenza A/B-Viren ........................................................................ 33
JC Virus (JCV) ............................................................................... 33
Masernvirus .................................................................................... 33
Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV) ................................................. 34
Metapneumovirus (hMPV) ............................................................. 34
Mumpsvirus .................................................................................... 34
Noroviren ........................................................................................ 35
Parainfluenzaviren ......................................................................... 35
Parechoviren .................................................................................. 35
Parvovirus B19 ............................................................................... 35
Rhinoviren ...................................................................................... 35
Rötelnvirus ..................................................................................... 36
Rotaviren ........................................................................................ 36
Respiratory-Syncytial-Virus (RSV) ................................................. 36
Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV) ..................................................... 37
Toxoplasma gondii ......................................................................... 37
Varizella-Zoster-Virus (VZV) .......................................................... 37
Verschiedene Viren (Virusanzucht) ................................................. 38
23
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Einzeluntersuchungen – alphabetisch nach Erregernamen
mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge,
Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
0,5 h
täglich
Mo-Sa/
4h
bei V.a. virale GE
Adenoviren (AV)
AG
IC
DNA
PCR
DNA
Stuhl
Stuhl,
Liquor, TS,
BAL, Urin,
Abstrich
Nasen-/Rachensekret
EDTA-Blut,
Knochenmark
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum,
0,1 g
erbsengr.
erbsengr.
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml)
Abstrich in 1-2 ml
TM für die
Virusisolierung
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos/ neg
Serum/
EDTA-Blut:
Kopien/ml
V.a. Adenovirusinfektion (AV);
virale Konjunktivitis, RT-Infekt.,
hämorrhag. Zystitis; Bei Immunsuppr. system. Infektionen mög-lich;
Bei V.a. AV bei KM-TPL auch PCR
aus EDTA-Blut: Intermediäres bzw.
hohes Morbiditäts-Risiko ab 1000
bzw.10.000 Kopien/ml.
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
„Respirator. Erregernachweis“
enthalten; auch als Einzeltest (siehe
oben) anforderbar.
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
4h
bei V.a. virale GE; 2.-häufigste
Erreger der viralen infantilen GE
Astroviren
AG
EIA
Stuhl
0,1 g
erbsengr
BK-Virus (BKV)
DNA
PCR
Urin
EDTA
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos./ neg.
täglich
Serum/EDT Mo-Sa/
A-Blut:
4h
Kopien/ml
Bei V.a. hämorrhag. Zystitis (KMTPL, Leukämie), Ureterstenose
(Kinder); Post-TPL-Nephropathie,
selten Pneumonie, Meningoenzephalitits; asympt. Ausscheid7
ung im Urin bei NTPL häufig; >10
Kopien/ml im Urin sind mit BKVNephropathie nach TPL bzw mit
4
hämorrhag. Zystitis assoziiert. >10
Kopien/ml im EDTA-Blut
(persistierend > 3 w) erhärten den
V.a Post-TPL-Nephropathie
(histologische Diagnosesicherung
durch Nierenbiopsie).
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
„Respirator. Erregernachweis“
enthalten.
Bocavirus
DNA
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum
24
täglich
Mo-Sa/
4h
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
Chlamydien-TM!
TM ohne Tupfer
kann nicht bearbeitet werden! Urin:
2 h vor Kollektion
nicht urinieren.
pos./ neg.
2 x pro w/
6h
Schleim in zervikalen Proben kann
die PCR beeinträchtigen und zu
falsch-negativen Ergeb-nissen
führen. Schleimfreie Proben
empfohlen: einen (zu verwerfenden)
Tupfer verwenden, um
Zervixsekrete zu entfernen; Proben
mit einem Blutanteil von mehr als 7
% (v/v) können zu falsch-positiven
Ergebnissen führen. Mutationen in
den hochgradig konservierten
Regionen der kryptischen PlasmidDNA oder der Chromo- somen-DNA
von C. trachomatis, die durch die
Primer bzw. Son-den des Tests
abgedeckt sind, treten zwar selten
auf, können jedoch zur
Nichterkennung der Erreger führen.
Nicht als Therapiemarker geeignet,
da die nachgewiesene C.
trachomatis Plasmid-DNA nach
erfolgreicher Therapie noch
vorliegen kann.
CMV-IgG positiv ab 6 U/ml (erfolgte
CMV-Infektion); bei 6 - 15 U/ml
empfiehlt der Test-hersteller die
Testung einer 2. Serumprobe zur
Bestätigung des IgG Status; obere
Nachweis-grenze: > 250 U/ml. Bei
Sero-konversion im Rahmen der
Primärinfektion kann IgG zeit-gleich
mit IgM oder 1-2 (-3) w nach IgM
nachweisbar sein.
bei Primärinfekt. (ab 1 w nach
Symptombeginn) 2 m bis ≥ 1 a
nachweisbar (bei Immunsuppr. > 2
a); ein neg. Resultat schließt aktive
Infekt./ Reaktiv. nicht sicher aus.
TORCH: neg. IgM schließt
konnatale Infekt. nicht sicher aus
(bei bis zu 80% der kongenital
Infizierten ist IgM nicht nachweisbar;
CMV-PCR aus Urin o. Speichel
empfohlen!).
u.a. Monitoring nach TPL. CMVDNA im Plasma korreliert mit
erhöhtem Risiko einer systemischen CMV-Erkrankung (>1000
Kopien/ ml). Im Urin asymptomat.
CMV-Ausscheidung möglich.
Nachweis von CMV-DNA in Liquor,
BAL etc. spricht für aktive CMVInfektion.
u. a. Monitoring bei TPL; Bei KMTPL ungeeignet; Bei pos. Befund
disseminierte Infektion, die asymptomatisch bleiben o. symptomatisch werden kann; bei ≥ 50 pos.
Zellen/ 200.000 Zellen sympto-mat.
Infektion/ Reaktivierung sehr
wahrscheinlich. Kann bis zu 1 w vor
Symptombeginn pos. sein.
Chlamydia trachomatis
DNA
PCR
ZervixAbstrich,
Urin
1–5 ml
(1 ml)
Trans- port
max.
24 h
Cytomegalievirus (CMV)
IgG
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
U/ml
täglich
Mo-Sa/
1h
IgM
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
DNA
PCR
EDTA, Urin
Liquor
Kammerwasser
BAL, TS
Abstrich
Biopsie
Knochenm.
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml;
Biopsie: ≥ 2
3
mm )
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Kopien/ml
(Plasma,
Serum)
bzw.
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
pp65
Antigen*
IFT
EDTA-,
HeparinBlut
10 ml
(5 ml)
Probe muss
spätestens 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Bitte separates
Röhrchen abnehmen (d.h. für
PCR + pp65 zwei
Röhrchen!)
semiquantitativ:
pos. Zellen
pro
200.000
Zellen
täglich
Mo-Fr/
5h
25
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
QuantiferonTest*
ELISA
HeparinVollblut
AntikörperIndex
(AI)
EIA
Serum +
+ Liquor,
zeitgleiche
Entnahme
Probenmenge
optimal
(minimal)
3 x 1 ml
Serum
2 ml
(120 ul)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Nur die 3 testspezifischen
Röhrchen (Fa. Qiagen) mit CMVAntigen (blau),
Mitogen (lila) und
ohne Antigen
(grau) sind
geeignet!
Röhrchen müssen
bei Abnahme 1725°C haben.
Röhrchen nach
Befüllen 10x sanft
schütteln. Die
Probe muss sofort
nach Abnahme bei
RT in unser Labor
transportiert
werden oder vor
Ort 16-24h bei
37°C stehend
inkubiert werden
(Röhrchen als
„inkubiert“
kennzeichnen).
Zeitgleiche
Abnahme von
Serum + Liquor
reaktiv/
nichtreaktiv/
nicht
ermittelbar
Liquor
0,75 ml
(120 ul)
Bitte nicht das
normale Anforderungsformular für
virologische
Untersuchungen
benutzen, sondern
den Einsendeschein
„Neurologische
Labordiagnostik“
(mittlere Spalte).
Das Institut für
Klinische Chemie
leitet die Proben
zur erregerspezif.
AI-Bestimmung an
uns weiter.
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
Testfreq./
minimale
Untersuchungsdauer
täglich
Mo-Fr/
28 h
Anmerkungen
Der Test misst die zelluläre
Immunität gegen CMV. Vollblut wird
mit CMV-Antigenen und
Kontrollantigenen stimuliert und die
Interferon-gamma Sekretion im
Plasma gemessen. Fehlende
Stimulierbarkeit (Testresultat nichtreaktiv) ist wegen fehlender
zellvermittelter Anti-CMV-Immunität
mit einem erhöhten Risiko für eine
CMV-Reaktivierung verbunden.
relativer
3 x pro w/
Liquor/
1d
Serum IgGQuotient
< 1,5, normal (keine intrathekale
IgG-Synthese gegen CMV).
1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen CMV
möglich, sofern die Blut-LiquorSchranke intakt ist (siehe Befunde
der Klinischen Chemie).
>= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se
gegen CMV liegt vor, sofern die
Blut-Liquor-Schranke intakt ist
(siehe Befunde der Klin. Chemie).
Der AI ist in der frühen Phase (1.
Krankheitswoche) der Infektion
unauffällig, da IgG im Liquor erst in
der 2. Krankheitswoche an-steigt!
Nach durchgemachter Infektion fällt
der AI langsam (über Monate bis
Jahre) ab.
Im Rahmen chronisch entzündl.
Erkrankungen des ZNS, wie z.B.
Multipler Sklerose, können die AI für
mehrere Erreger erhöht sein
(unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen).
pos./ neg.
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
„Respirator. Erregernachweis“
enthalten.
Umfasst die Coronaviren 229E,
OC43 und NL63
Coronaviren
RNA
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum
26
täglich
Mo-Sa/
4h
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
Dengue-Viren
IgM+IgG
EIA
Serum
2–5 ml
(100 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
NS1-AG
IC
Serum
2–5 ml
(150 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
RNA
PCR
Serum,
Liquor
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
5 ml
(100 ul)
5 ml
(10 ul)
Titer bis
> 1: 512
pos./ neg.
3x pro w/
4h
täglich
Mo-Sa/
4h
täglich
Mo-Sa/
4h
Bei Fieber nach Tropenaufent -halt.
IgM bei Primärinfektion frühestens
3-5 (-8) d nach Fieberbeginn für 3060 d (-8 m), bei Sekundärinfektion
meist (aber nicht immer) ab d 20
positiv. IgG bei Primärinfektion meist
ab d 14, bei Sekundärinfektion
Titeran-stieg ab d 1-2 nach
Fieberbeginn. Bei neg. Test u.
klinischem Verdacht: NS1-Antigen
(s.u.) oder Kontrolleinsendung in 3-4
d oder PCR (Virämie 3—7 d).
Kreuzreaktionen mit anderen
Flaviviren sind möglich (Gelbfieber-,
West Nil-, Japan. Enzephalitis-,
FSME-Virus).
Bei primärem oder sekundärem
Dengue-Fieber von d1-d9 nach
Fieberbeginn nachweisbar (TestSpezifität 98,4%, Sensitivität 92,8%)
Bei unklaren serologischen DengueVirus Befunden.
Kurze Virämie (ca. 3-7 d).
Epstein-Barr-Virus (EBV)
VCA-IgA
IFT
Serum
VCA-IgG EIA
Serum
VCA-IgM EIA
Serum
5 ml
(10 ul)
pos./ neg.
EBNA1IgG
EIA
Serum
5 ml
(10 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
EA-IgG
EIA
Serum
5 ml
(10 ul)
pos./ neg.
DNA
PCR
EDTA-Blut,
Liquor,
Biopsie,
Knochenmark
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Kopien/ml
(EDTABlut)
bzw.
pos./neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
täglich
Mo-Sa/
4h
Liquor, Pu
nktat, Serum, Stuhl
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
Titer erhöht (≥ 1:160) bei
Nasopharynx-Karzinom
bei akuter Infektion pos., danach
lebenslang
akute EBV-Infekt. o. Reaktiv., nach
Primärinfekt. 8-10 w nachweisbar
(event. länger); bei Primärinfektion
in 10% kein IgM (VCA-IgG pos.,
EBNA-IgG neg.)
frühestens 4 w nach Primärin-fekt.
nachweisbar, d.h. EBNA-1 IgG
schließt Primärinfektion aus; bei
Immunsuppr. oft Verlust von EBNA1 IgG; 5% der Infizierten bilden nie
EBNA-1 IgG.
Primärinfektion (bei 80% pos.)
oder Reaktivierung
Bei V.a. EBV-Reaktivierung; bei
Immunsuppression o. EBVassoziiertem Lymphom; bei V.a.
Primärinfektion (EDTA-Blut) und
unklarer EBV-Serologie
Enteroviren
RNA
PCR
RNA
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum
27
V.a. Meningitis/Enzephalitis,
Neugeborenen-Infekt.; erfasst
Coxsackie A5, A7, A9, A10, A14,
A16, B1-B6, Echovirus 4, 7, 9, 11,
13, 14, 20, 21, 24, 25, 30,
Polio-Virus 1-3, Enterovirus 71
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
"Respirator. Erregernachweis"
enthalten; auch als Einzeltest (siehe
oben) anforderbar.
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
Frühsommer-Meningoencephalitis (FSME)–Virus
IgG
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
4h
IgM
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
4h
Durchgemachte Infektion o. Z.n.
Impfung; meist wie IgM bereits bei
Krankheitsbeginn nach-weisbar; AK
gegen anderen Flaviviren (HCV-,
Dengue-, Gelb-fieber-, Westnilvirus,
Japan-B-Enzephalitis-V.) können
kreuzreagieren. Diagnosesichernd
ist ein Titeranstieg in einer 2.
Serumprobe (Abstand 2-4 w).
bei Krankheitsbeginn fast immer
pos.; nach FSME-Impfung event. für
einige w schwach positiv;
Kreuzreaktivität s. FSME-IgG
Hantaviren
Puumala
IgM
IC
Schnelltest
Serum
2–5 ml
(10 ul)
pos/neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
IgG
Immuno- Serum
blot
5 ml
(50 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr /
5h
IgM
Immuno- Serum
blot
5 ml
(50 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr /
5h
täglich
Mo-Sa/
1,5 h
täglich
Mo-Sa/
1h
Bei negativem Test u. klinischem
V.a. Hanta-(Puumala-)Infektion
Kontrolleinsendung in 3-7 d; Bei
pos. Test sind Kreuzreaktionen zw.
den versch. Hantavirus Sero-typen
möglich; IgM können einige Monate
nach Infektion schwach positiv
nachweisbar sein.
akute o. durchgemachte Infektion.
Der Test erfasst die 5 Hantavirus
Serotypen Puumala (Europa),
Dobrava (Europa), Hantaan
(Asien), Seoul (Asien), Sin Nombre
(Amerika); IgG sind kurz nach den
IgM AK (s.u.) nachweisbar und
bleiben wahrscheinlich lebenslang
erhalten; Kreuzreaktionen zwischen
den o.g. Serotypen sind möglich.
frische Infektion; ab oder wenige d
nach Krankheitsbeginn für 3-6 m
positiv, in Einzelfällen 1-3 a
nachweisbar; in Einzelfällen nur IgG
nachweisbar; der Test erfasst die 5
Hantavirus Serotypen Puumala,
Dobrava, Hantaan, Seoul, Sin
Nombre; Kreuzreaktionen zwischen
den o.g. Serotypen sind möglich.
Bei negativem Test u. klinischem
V.a. Hantavirus-Infektion bitte
Kontrolleinsendung in 3-14 d; Bei
pos. IgM und neg. IgG-Resultat
sollte eine weitere Testung nach 1 w
erfolgen.
Hepatitis-A-Virus (HAV)
IgG
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos. / neg.
IgM
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
28
IgG nach durchgemachter Infektion
oder Impfung (Immunität).
Bei Krankheitsbeginn fast immer
positiv und für ca. 12 w ( - 6m)
nachweisbar, falsch positive
Reaktionen sind (selten) möglich;
ein positives Resultat sollte deshalb
durch eine HAV-IgG-Bestimmung
ergänzt werden.
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
Hepatitis-B-Virus (HBV)
a-HBc
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
a-HBcIgM
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
HBs-AG
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
HBs-AG
quantitativ
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
IU/ml
täglich
Mo-Sa/
1h
a-HBs
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
mIU/ml
täglich
Mo-Sa/
1,5 h
HBe-AG
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
a-HBe
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
HBVDNA
Viruslast
quant.
PCR
Serum
EDTA
5 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
2 x pro w/
6h
HBV-
PCR u.
EDTA-Blut
Sequenz (Serum)
-analyse
5 ml
(2 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein
IU/ml
Nachweisgrenze =
10 IU/ml
(1 IU =3,41
Kopien)
Genotypisierung,
Resistenzbestimmung
1 x pro w/
>= 1 w
Resistenzbestimmung bei V.a.
Nukleos(t)idanaloga-Resistenz;
Genotypisierung: prognostischer
Marker für Erfolg einer InterferonTherapie (A u. B günstiger als C u.
D)
HCV-Suchtest; in der Regel 7-8 w
(Spannweite 2-26 w) nach Infektion
positiv. Bei Immundefizienz/suppression, Hämodialyse oder V.a. frische Infektion ist
ein HCV-RNA-Nachweis
vorzuziehen!
Bestätigungstest bei erstmalig
positivem Suchtest und fehlendem
HCV-RNA Nachweis
Genotypisierung/
Resistenz
Das Serum sollte
vor einer
Heparintherapie
entnommen
werden,
Durchseuchungsmarker; Positiv
nach HBV-Kontakt (akute, chron.,
abgelaufene Hepatitis B). Isoliert
pos. a-HBc u.a. bei post-akuter HBV
Infektion, HBV-Trägerstatus ohne
nachweisbares HBsAG (Escape
Mutanten, Immunkomplexe, sehr
niedr. HBsAG Titer), passiver AKTransfer, Anti-HBs-Verlust bei lange
zurückliegender Primärinfektion,
oder bei unspezifischer Reaktion
akute HBV-Infektion, event. auch bei
chron. Infekt. mit erhöhter Virusaktivität nachweisbar. Gelegentlich
jahrelang und sogar länger als
a-HBs nachweisbar.
akute o. chronischr Infektion; frühester serolog. Marker (ca. 6 –8 w p.i.);
Infektiosität! Bei sog. Low Level Carriern (okkulte HBV-Infektion) nicht
nachweisbar (PCR+,<200 IU/ml)
Therapieüberwachung bei
chronischer Hepatitis B; Biomarker
für die Prognose und das
Ansprechen auf die Therapie.
Die Nachweisgrenze liegt bei 0,05
IU/ml. Dynamischer Bereich des
Tests bis 250 bzw. (nach
Verdünnung) 5000 IU/ml.
Abgelaufene Infektion (bei pos.
a-HBc) o. Z.n. Impfung (nur antiHBs+); Immunität ab 10 mIU/ml,
lang anhaltende Immunität ab 100
mIU/ml
akute o. chronische Infektion;
hohe Infektiosität Bei Präcore/ Core
Mutanten trotz hoher Infektiosität
nicht nachweisbar (HBV-DNA >
2000 IU/ml, hoch-virämisch)
Abschätzung des HepatitisAktivitätsgrads; Positivität schließt
eine Lebererkrankung nicht aus,
inbes. bei HBV-DNA-Last > 2000
IU/ml
ab 4 Wochen p.i. nachweisbar;
> 2000 IU/ml spricht für starke
Infektiosität; Therapiemonitoring;
prognost. Marker; Dynamischer
9
Bereich des Tests bis 10 IU/ml
Hepatitis-C-Virus (HCV)
IgG
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
IgG
IB
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
3 x pro w/
6h
29
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
HCVRNA
PCR
HCV
Genotyp
-isierung
PCR/
Sequenzierung
HCV
Resistenz
bestimmung
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Serum
EDTA-Blut
Probenmenge
optimal
(minimal)
5 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein
IU/ml
Quantifizier
ungsgrenzen:
15 bis 100
MIO IU/ml
EDTA-Blut
(Serum)
2–5 ml
(2 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Genotypen
1a-b,2a-b,
3,4,5,6
PCR u.
EDTA-Blut
Sequenz
-analyse
2–5 ml
(2 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Resistenzbestimmung
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
3 x pro w/
Infektiosität, V.a. frische Infektion
6h
(AK noch neg.), ab 1.-3 w p.i.
nachweisbar; HCV-Ausschluss bei
Immundefizienz, Dialyse (s.o.),
Therapiekontrolle, prognostischer
Marker vor Therapie-beginn,
Risikoabschätzung bei vertikaler
Transmission. Der Test erfasst die
HCV-Genotypen 1 – 6.
1(-2) x pro Bei Genotyp 2 und 3 günstigere
w/
Interferon/Ribavirin-Therapie4h
Ansprechraten als bei GT 1 und 4.
(Sequenzanalyse 34 d)
1 x pro w/
Bei V.a. Resistenz z.B. gegen HCV>= 1 w
Protease-Inhibitoren (Telaprevir,
Boceprevir für Genotyp 1)
Hepatitis-D-Virus (HDV) – Delta-Virus
GesamtAK (IgG
+IgM)
EIA
Serum
5 ml
(100 ul)
pos./ neg.
2 x pro w/
4h
RNA
PCR
Serum,
EDTA-Blut
2–5 ml
(2 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
4h
Nur bei Pat. mit bzw. Risiko für HBV
sinnvoll. HDV ist ein defekt-es Virus,
das als Hüllprotein HBsAg benötigt.
Ko- o. SuperInfektion mit/bei HBV-Infektion
möglich.
Nur bei Patienten mit HBV-Infektion
sinnvoll (siehe oben).
Hepatitis-E-Virus (HEV)
IgM
Immuno
blot
Serum
5 ml
(200 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
IgG
Immuno
blot
Serum
5 ml
(200 ul)
pos./ neg.
RNA*
PCR
Stuhl,
EDTA-Blut
erbsengr.
2–5 ml
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
täglich
Mo-Sa/
4h
Akute Hepatitis nach Tropenaufenthalt; in Industrienationen
relativ selten (rohes Schweinefleisch). IgM bei >= 90% 1-4 w nach
Symptombeginn positiv (für ca. 3 m,
in Einzelfällen länger)
Positive Resultate sollten mittels
PCR bestätigt werden. Eine akute
EBV-Infektion kann zu falsch
positiven Resultaten führen. Bei V.a.
akute Hepatitis E und neg. IgM,
zeitnah PCR aus Stuhl und
serologische Kontrolle in 1-2 w.
Bei akuter Hepatitis E kurz nach IgG
positiv; nach durchgemachter
Infektion (lebens)lang nachweisbar;
HEV-RNA ist im Plasma 1-2 w,
hauptsächlich vor Symptom-beginn,
und im Stuhl ab/kurz vor
Symptombeginn für 3 - 4 Wochen
nachweisbar; bei chronischer HEVInfektion (Immunsuppri-mierte)
wurde HEV im Liquor
nachgewiesen.
Humanes Herpesvirus 6 (HHV-6)
IgM
IFT
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
30
3 x pro w/
4h
bei V.a. auf Exanthema subitum (3Tage-Fieber), mononukleose-ähnl.
Bild bei Immunsuppr., sehr selten
Enzephalitis, Hepatitis
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
Humanes Herpesvirus 8 (HHV-8) – Kaposi-Sarkom-assoziiertes Herpesvirus (KSHV)
DNA
PCR
Biopsie
EDTA
kl. Stanze
3
(2 mm )
2–5 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
8h
HHV8-DNA ist in fast 100% aller
Kaposi-Sarkom Biopsien
nachweisbar. Eine negative PCR
aus Biopsiematerial schließt ein KS
nahezu sicher aus.
50% aller Patienten mit positiver
PCR im EDTA-Blut (PBL) entwickeln
bei vorhandener Immunsuppression
ohne antiretrovirale Therapie in den
nächsten 3 Jahren ein KS.
täglich
Mo-Sa/
1h
HIV-Suchtest; Bei V.a. auf kürzl.
Exposition Kontrolle in 2-6 w oder
HIV-PCR. Bei Kindern HIV+ Mütter
können maternale AK bis zum 21. m
nachweisbar sein.
Bestätigungstest bei positivem
Suchtest. Ein positives Resultat
muss mit einer zweiten Serumprobe bestätigt werden. Differenzierung zw. HIV1 u. HIV2.
Therapiekontrolle
Infektionsmarker bei V.a.
Primärinfektion (ab 10 d –2w p.i.
nachweisbar) oder vertikale
Infektion; HIV-1 RNA Nachweis aus
Liquor. Der Test erfasst die HIV-1
Gruppen M, O und N.
HIV-2 wird nicht erfasst.
bei V.a. Therapie-Resistenz
gegenüber NRTIs, NNRTIs, PIs, FIs,
EIs, INIs
oder V.a. Infektion mit primär
resistentem HIV-1 (siehe auch 6.:
Befund der HIV-Resistenztestung)
Vor Therapie mit CCR5-CoreceptorAntagonisten (siehe auch 6.: Befund
der HIV-Resistenztestung)
Humanes Immundefizienz-Virus (HIV)
HIV1/2
IgG +
HIV p24Antigen
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
HIV1
oder
HIV2
IgG
IB
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg./ 2–3x pro
unbestimmt w/
(nicht
4h
eindeutig)
HIV-1
RNA
Viruslast
PCR
EDTA-Blut
Liquor
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Kopien/ml
Quantifizier
ungsgrenzen:
20 –
10.000.000
Kopien/ml
HIV-1
PCR u.
EDTA-Blut
Sequenz Liquor
-analyse
5 ml (1 ml)
Liquor:
650 ul
bei weniger
Material
erhöht sich
die Nachweisgrenze
5 ml
(2 ml)
Probe sollte 12 h (24 h) nach
Abnahme im Labor
sein.
Nachweis
mehrmals
resistenzpro w/
assoziierter 1 w
Mutationen,
5 ml
(2 ml)
Probe sollte 12 h (24 h) nach
Abnahme im Labor
sein.
Tropismus
(X4/R5)
mehrmals
pro w/
1w
Abstrich: TM für die
HPV-PCR oder
phoshat-gepufferte
Kochsalzlösung
(PBS) oder
alkoholbasierte
Transportmedien
für die Zytologie
(z.B. PreservCyt)
oder NaCl 0,9% (2
- 3 ml)
TM ohne Tupfer
kann nicht bearbeitet werden!
High bzw.
Low risk
HPV:
pos./neg.
2 x pro w/
3d
Resistenz
bestimmung
HIV-1
Tropismus
PCR u.
EDTA-Blut
Sequenz
-analyse
3x pro w/
6h
Humane Papillomviren (HPV)
HPV
DNA
genital
PCR u.
Hybridisierung
mit typspezifischen
Sonden
Abstrich
Biopsie
1 Tupfer in
TM;
Biopsie
3
≥ 2 mm
Die routinemäßige
HPVTypisierung
umfasst:
High Risk:
HPV16,18,
26,31,33,3
5,39,45,51,
52,53,56,5
Biopsie: nativ oder 8,59,66,68,
Paraffin73,82
eingebettetes
Low Risk:
Gewebe (5-10
HPV6,11,
Schnitte a 5-10 um) 42,43,44
31
Mit der PCR sind über 40
anogenitale HPV-Typen
nachweisbar.
Persistierende Infektion mit HR-HPV
können zu präkanzerösen Läsionen
u. Anogenitalkrebs führen. HPV6/11:
oft Condylomata acuminata
Anwendungsgebiete:
1. Bei Zervixabstrichen ist die HPVPCR zur Krebsvorsorge ergänzend
zur PAP-Zytologie bei Frauen ab 30
a sinnvoll. Durch Kombination
beider Methoden werden fast 100%
zervikaler (Prä)kanzerosen erkannt.
2. Entscheidungshilfe (Triage) bei
fragl. zytologischen Befunden
3. Kontrolluntersuchen (mit
Zytologie/Histologie) nach Therapie
von CIN2/3 o. Karzinom
4. Erkennung von Adenokarzinomen der Zervix (oft HPV18,
zytologisch oft nicht erkannt)
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
HPV
DNA
kutan
PCR
Biopsie
(versch.
gruppenspezifisc
hePCRs
*)
Probenmenge
optimal
(minimal)
3
≥ 2 mm
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Biopsie nativ auf
Eis o. Trocken-eis
versenden
pos./ neg.
Testfreq./
minimale
Untersuchungsdauer
1-2 x pro
w/
8h
Anmerkungen
durchgemachte Infektion ab >
1:500; bei Folgeuntersuchungen
weisen Änderungen > Faktor 3 auf
Rezidive/Reaktiv hin.
Positiv bei Primärinfektion u.
eventuell bei ausgedehnten
Rezidiven. Bei Rezidiven oft negativ.
HPV-Typisierung mittels
Sequenzanalyse* möglich. Betaund Gamma-HPV kommen auch auf
gesunder Haut vor!
Herpes-simplex-Viren (HSV)
IgG
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
Titer
täglich
Mo-Sa/
4h
IgM
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
DNA
PCR
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml;
Biopsien:
3
2 mm )
Abstrich: TM wie
für HPV-PCR
oder TM für die
Virusisolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
AntikörperIndex
(AI)
EIA
Liquor
Kammerwasser
Abstrich
Biopsie
BAL,
(Serum,
EDTA-Blut)
Serum +
+ Liquor,
zeitgleiche
Entnahme
Serum
2 ml
(120 ul)
Zeitgleiche
Abnahme von
Serum + Liquor
relativer
3 x pro w/
Liquor/
1d
Serum IgGQuotient
Liquor
0,75 ml
(120 ul)
Bitte nicht das
normale Anforderungsformular für
virologische
Untersuchungen
benutzen, sondern
den
Einsendeschein
„Neurologische
Labordiagnostik“
(mittlere Spalte).
Das Institut für
Klinische Chemie
leitet die Proben
zur erregerspezif.
AI-Bestimmung an
uns weiter.
< 1,5, normal (keine intrathekale
IgG-Synthese gegen HSV).
1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen HSV
möglich, sofern die Blut-LiquorSchranke intakt ist (siehe Befunde
der Klinischen Chemie).
>= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se
gegen HSV liegt vor, sofern die BlutLiquor-Schranke intakt ist (siehe
Befunde der Klin. Chemie).
Der AI ist in der frühen Phase (1.
Krankheitswoche) der Infektion
unauffällig, da IgG im Liquor erst in
der 2. Krankheitswoche an-steigt!
Nach durchgemachter Infektion fällt
der AI langsam (über Monate bis
Jahre) ab.
Im Rahmen chronisch entzündl.
Erkrankungen des ZNS, wie z.B.
Multipler Sklerose, können die AI für
mehrere Erreger erhöht sein
(unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen).
Akute/kürzliche Infektion o. Z.n.
Impfung bei IgA ≥ 150 u./o. IgG ≥
2500. IgA ist nicht bei jeder akuten
Infektion nachweisbar.
Kreuzreaktionen zw. Influenza A u.
B mögl.
siehe IgA
Bei V.a. HSV-Enzephalitis, V.a.
Herpes genitalis, insbes. bei
Schwangeren, Immunsuppress.,
V.a. konnatale HSV-Infektion,
V.a. mukokutane/orale HSVInfektion (insbes. bei Immunsupprimierten)
Influenza-A-Viren
IgA
IFT
Serum
5 ml
(10 ul)
Titer
3 x pro w,
4h
IgG
IFT
Serum
5 ml
(10 ul)
Titer
3 x pro w,
4h
Influenza-B-Viren
IgA
IFT
Serum
5 ml
(10 ul)
Titer
3 x pro w,
4h
IgG
IFT
Serum
5 ml
(10 ul)
Titer
3 x pro w,
4h
32
Akute/kürzliche Infektion o. Z.n.
Impfung bei IgA ≥ 150 u./o. IgG ≥
5000. IgA ist nicht bei jeder akuten
Infektion nachweisbar.
Kreuzreaktionen s.o.
siehe IgA
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
2–5 ml
(750 ul)
Transport so
schnell wie möglich. Abstrich in TM
für die Virusisolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
Der Test erfasst Influenza A (incl.
neue H1N1) u. Influenza B Viren.
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virusiso-lierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
"Respirator. Erregernachweis"
enthalten; auch als Einzeltest (siehe
oben) anforderbar.
Liquor
Biopsie
Serum,
EDTA-Blut
2–5 ml
(750 ul)
3
≥ 2 mm
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
ein negatives Resultat schließt eine
PML nicht sicher aus (Liquor-PCR
ist nur in 50-60% der Fälle positiv);
bei V.a. auf PML kann auch die
PCR aus Serum/EDTA-Blut sinnvoll
sein (bei ca. 50% positiv).
ab > 300 mIU/ml durchgemachte
Maserninfekt. o. Z.n. Impfung. Bei
trotz Impfung Erkrankten ist ein
Anstieg um den Faktor 3 beweisend.
Frische Infektion; IgM kann bei
Exanthembeginn noch fehlen
(Kontrolle einige d später);
Nach Impfung event. positiv;
Bei Immunsuppression event. nicht
nachweisbar.
Bei SSPE ist Masernvirus IgM
oft im Liquor nachweisbar.
< 1,5, normal (keine intrathekale
IgG-Synthese gegen Masernvirus).
1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen
Masernvirus möglich, sofern die
Blut-Liquor-Schranke intakt ist
(siehe Befunde der Klinischen
Chemie).
>= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se
gegen Masernvirus liegt vor, sofern
die Blut-Liquor-Schranke intakt ist
(s. Befunde Klin. Chemie).
Der AI ist in der frühen Phase (1.
Krankheitswoche) der Infektion
unauffällig, da IgG im Liquor erst in
der 2. Krankheitswoche an-steigt!
Nach durchgemachter Infektion fällt
der AI langsam (über Monate bis
Jahre) ab.
Bei SSPE ist der Masernvirus AI
stark erhöht.
Im Rahmen chronisch entzündl.
Erkrankungen des ZNS, wie z.B.
Multipler Sklerose, können die AI für
mehrere Erreger erhöht sein
(unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen).
Influenza A/B-Viren
RNA
RNA
PCR
Abstrich,
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Sputum
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Sputum
JC Virus (JCV)
DNA
PCR
Masernvirus
IgG
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
mIU/ml
täglich
Mo-Fr/
4h
IgM
EIA
Serum
(Liquor)
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
4h
AntikörperIndex
(AI)
EIA
Serum +
+ Liquor,
zeitgleiche
Entnahme
Serum
2 ml
(120 ul)
Zeitgleiche
Abnahme von
Serum + Liquor
Liquor
0,75 ml
(120 ul)
Bitte nicht das
normale Anforderungsformular für
virologische
Untersuchungen
benutzen, sondern
den
Einsendeschein
„Neurologische
Labordiagnostik“
(mittlere Spalte).
Das Institut für
Klinische Chemie
leitet die Proben
zur erregerspezif.
AI-Bestimmung an
uns weiter.
33
relativer
3 x pro w/
Liquor/
1d
Serum IgGQuotient
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
pos/neg
oder
MCPyVDNAKopien pro
BetaglobinGen-Kopie
2 -3 x pro
w,
1 d;
MCPyV ist mit MerkelzellKarzinomen der Haut assoziiert,
kommt aber auch regelmäßig auf
der Haut und Schleimhaut gesunder
Personen vor.
In Merkelzell-Karzinomen ist die
MCPyV-DNA meist in das
menschliche Genom integriert.
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
"Respirator. Erregernachweis"
enthalten.
Umfasst hMPV-A und hMPV-B.
ab > 1:460 durchgemachte
Mumpsinfekt. o. Z.n. Impfung; Bei
trotz Impfung Erkrankten ist ein
Anstieg um den Faktor 3 beweisend.
Kreuzreaktion mit Parainfluenza 1-3
möglich (bei IgG, nicht bei IgM)
akute Infektion; kann bei
Krankheitsbeginn noch fehlen
(Kontrolle 2-4 d später);
bei 50% > 5 m nachweisbar.
< 1,5, normal (keine intrathekale
IgG-Synthese gegen Mumpsvirus).
1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen
Mumpsvirus möglich, sofern die
Blut-Liquor-Schranke intakt ist
(siehe Befunde der Klinischen
Chemie).
>= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se
gegen Mumpsvirus liegt vor, sofern
die Blut-Liquor-Schranke intakt ist
(s. Befunde Klin. Chemie).
Der AI ist in der frühen Phase (1.
Krankheitswoche) der Infektion
unauffällig, da IgG im Liquor erst in
der 2. Krankheitswoche an-steigt!
Nach durchgemachter Infektion fällt
der AI langsam (über Monate bis
Jahre) ab.
Im Rahmen chronisch entzündl.
Erkrankungen des ZNS, wie z.B.
Multipler Sklerose, können die AI für
mehrere Erreger erhöht sein
(unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen).
Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV)
DNA
PCR
Abstrich
Biopsie
1 Tupfer in
TM;
Biopsie
3
≥ 2 mm
Abstrich: TM für die
HPV-PCR oder
phoshat-gepufferte
Kochsalzlösung
(PBS) oder
alkoholbasierte
Transportmedien
für die Zytologie
(z.B. PreservCyt)
oder NaCl 0,9% (2
- 3 ml)
TM ohne Tupfer
kann nicht bearbeitet werden!
Biopsie: nativ oder
Paraffineingebettetes
Gewebe (5-10
Schnitte a 5-10 um)
humanes Metapneumovirus (hMPV)
RNA
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
Mumpsvirus
IgG
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
Titer
täglich
Mo-Fr/
4h
IgM
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
4h
AntikörperIndex
(AI)
EIA
Serum +
+ Liquor,
zeitgleiche
Entnahme
Serum
2 ml
(120 ul)
Zeitgleiche
Abnahme von
Serum + Liquor
Liquor
0,75 ml
(120 ul)
Bitte nicht das
normale Anforderungsformular für
virologische
Untersuchungen
benutzen, sondern
den
Einsendeschein
„Neurologische
Labordiagnostik“
(mittlere Spalte).
Das Institut für
Klinische Chemie
leitet die Proben
zur erregerspezif.
AI-Bestimmung an
uns weiter.
34
relativer
3 x pro w/
Liquor/
1d
Serum IgGQuotient
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
Stuhl
erbsengr.
Stuhlmenge
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
Bei V.a. virale Gastroenteritis;
Erkrankte können nach Abkling-en
der Symptome für mehrere d – w
Viren im Stuhl ausscheiden
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
"Respirator. Erregernachweis"
enthalten; bei Ausbrüchen auch als
Einzeltest (nach tel. Rücksprache!)
anforderbar.
Umfasst Parainfluenzaviren 1, 2,
und 3.
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml);
erbsengr.
Stuhlmenge
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
V.a. akute Parechovirusinfektion.
Parechoviren können bei
Neugeborenen und Säuglingen
sepis-ähnliche Erkrankungen,
Meningitis, Enzephalitis und
Hepatitis verursachen. Jenseits des
Säuglingsalters können sie
asymptomatisch oder als (meist
milde) respiratorische und/oder
gastrointestinale Infekte
(Gastroenteritis, Diarrhoe) verlaufen.
täglich
Mo-Sa/
4h
täglich
Mo-Sa/
4h
Durchgemachte Infektion.
Noroviren
RNA
PCR
Parainfluenzaviren
RNA
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum
Parechoviren
RNA
PCR*
Abstrich,
BAL,
Serum,
EDTA-Blut,
Liquor, TS,
Nasopharynxsekret,
Stuhl
Parvovirus B19
IgG
EIA
Serum
5 ml
(10 ul)
pos./ neg.
IgM
EIA
Serum
NS-Blut
5 ml
(10 ul)
pos./ neg.
DNA
PCR
Serum,
EDTA-Blut,
Fruchtw.
Biopsie
NS-Blut
Punktat,
Knochenm.
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml;
Biopsie: ≥ 2
3
mm )
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
pos./ neg.
bzw.
Serum/
EDTA-Blut:
Kopien/ml
täglich
Mo-Sa/
4h
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 24 h
nach Abnahme im
Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
frische Ringelröteln (Erythema
infectiosum); IgM kann trotz akuter
Infektion nicht o. nur kurz
nachweisbar sein! Neg. IgM schließt
Infektion nicht sicher aus (PCR !).
ANA o. EBV-IgM-pos. Proben
können zu falsch pos. Resultaten
führen.
PCR bereits in IKZ vor Exanthem
pos.; Bei V.a. fetale Infektion, aplast.
Krise bei hämolytischer Anämie,
chronischer Infektion bei
Immunsuppression, Arthritis
Rhinoviren
RNA
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum
35
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
"Respirator. Erregernachweis"
enthalten.
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
täglich
Mo-Sa/
1h
täglich
Mo-Sa/
1h
Rötelnvirus
IgG
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
IU/ml
IgM
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
pos./ neg.
AntikörperIndex
(AI)
EIA
Serum +
+ Liquor,
zeitgleiche
Entnahme
Serum
2 ml
(120 ul)
Zeitgleiche
Abnahme von
Serum + Liquor
Liquor
0,75 ml
(120 ul)
Bitte nicht das
normale Anforderungsformular für
virologische
Untersuchungen
benutzen, sondern
den
Einsendeschein
„Neurologische
Labordiagnostik“
(mittlere Spalte).
Das Institut für
Klinische Chemie
leitet die Proben
zur erregerspezif.
AI-Bestimmung an
uns weiter.
RNA
PCR
relativer
3 x pro w/
Liquor/
1d
Serum IgGQuotient
durchgemacht Infektion o. Z.n.
Impfung; Immunität ab 10 IU/ml
V.a. akute Infektion; IgM bei
Symptombeginn event. noch neg.;
4-8 w, gelegentlich > 1 Jahr
nachweisbar; bei Reinfektion
eventuell pos.
Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus
Urin u. Serum empfohlen!
< 1,5, normal (keine intrathekale
IgG-Synthese gegen Rötelnvirus).
1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen
Rötelnvirus möglich, sofern die BlutLiquor-Schranke intakt ist (siehe
Befunde der Klinischen Chemie).
>= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se
gegen Rötelnvirus liegt vor, sofern
die Blut-Liquor-Schranke intakt ist
(s. Befunde Klin. Chemie).
Der AI ist in der frühen Phase (1.
Krankheitswoche) der Infektion
unauffällig, da IgG im Liquor erst in
der 2. Krankheitswoche an-steigt!
Nach durchgemachter Infektion fällt
der AI langsam (über Monate bis
Jahre) ab.
Im Rahmen chronisch entzündl.
Erkrankungen des ZNS, wie z.B.
Multipler Sklerose, können die AI für
mehrere Erreger erhöht sein
(unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen).
bei V.a. fetale Röteln-Infektion (PCR
aus Choriozotten 0-20 d, Fruchtw.
20-40 d, NS-Blut 40-60 d nach
Exanthem)
Bei V.a. konnatale Röteln PCR aus
Urin u. Serum !
Serum
Fruchtw.
Fetalblut
Urin,
NS-Blut
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml)
pos./ neg.
1 d nach
Probeneingang/
1d
Stuhl
erbsengr.
Menge
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
0,5 h
bei V.a. virale GE; häufigste Erreger
der viralen infantilen GE
bei V.a. akute RSV-Infektion
Alle eingesandten Materialien
sollten Epithelzellen enthalten und
nach Abnahme so schnell wie
möglich in das Labor gelangen. Mit
Blut kontaminierte Materialien sind
für RSV-Schnellteste nicht geeignet
(falsch positive oder falsch negative
Resultate möglich).
akute Infektion des RT;
im Untersuchungsblock
"Respirator. Erregernachweis"
enthalten; bei Ausbrüchen auch als
Einzeltest (nach tel. Rücksprache!)
anforderbar.
Umfasst RSV-A und RSV-B.
Rotaviren
AG
IC
Respiratory-Syncytial-Virus (RSV)
AG
IC
Schnelltest
NasopharynxSekret,
-Spülung,
BAL, TS
(Abstriche)
RNA
Multiplex Abstrich,
-PCR
BAL, TS,
Nasopharynxsekret,
Rachen/
NasenSpülung,
Punktat,
Sputum
2–3 ml
(0,5 ml)
Material muss
Epithelzellen
enthalten!
Transport in Labor
so schnell wie
möglich. Abstriche
in TM für
Virusisolierung
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
0,5 h
1–2 ml
(1 ml)
Probe sollte 12-24
h nach Abnahme
im Labor sein.
Abstrich in TM für
die Virus-isolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
36
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
Probenmenge
optimal
(minimal)
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
Anmerkungen
minimale
Untersuchungsdauer
Sandfliegen-Fieber-Virus (SFV)
IgG
Immuno- Serum
blot
5 ml
(50 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
5h
IgM
Immuno- Serum
blot
5 ml
(50 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Fr/
5h
V.a. akute o. durchgemachte SFV
Infektion. Der Test erfasst die SFV
Serotypen Toskana und Sizilien. IgG
sind kurz nach/mit den IgM AK (s.u.)
nachweisbar und bleiben
wahrscheinlich lebenslang erhalten.
Kreuz-reaktionen mit
Rheumafaktoren und anderen SFVSerotypen möglich.
Akute SFV Infektion. Der Test
erfasst die SFV Serotypen Toskana
und Sizilien. IgM ab 5.-8.
Krankheitstag pos. In der Frühphase
der Infektion können IgM noch
negativ sein (erneute Testung in 1-3
w). Kreuzreaktionen mit Hantavirusund Malaria-Antikörpern und
anderen SFV-Serotypen möglich.
Eine EBV-Infektion kann zu falschpositiven Ergebnissen führen. Bei
pos. IgM und neg. IgG weitere
Testung nach 1 w.
Toxoplasma gondii
IgG
CMIA
Serum
5 ml
(500 ul)
IU/ml
täglich
Mo-Sa/
1h
IgM
CMIA
Serum
5 ml
(150 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
IgM
ELFA
Serum
1–2 ml
(100 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
1h
ab 3 IU/ml durchgemachte
(o. akute) Infekt. Kann in der
Frühphase der Infektion negativ
sein.
In der Anfangsphase der Primärinfektion kann IgM noch neg. sein;
kann danach über 1 a persistieren.
Bei positivesm Ergebnis, muss,
insbesondere bei Schwangerschaft
oder klinischer Symptomatik, durch
weitere Abklärungsverfahren
(Avidität von IgG, IgA-AK, IB, PCR)
eine aktive von einer inaktiven oder
abklingenden Infektion mit
persistierenden IgM-Antikörpern
differenziert werden (Konsiliarlabor
für Toxoplasma Universitätsmedizin
Göttingen).
bei TORCH (geringe Serummenge). IgM kann trotz konnataler
Infektion in ersten Lebenswochen
neg. sein. Bei V.a. konnatale
Infektion auch IgA-AK, IB und PCR
aus Kammerw., Liquor o. EDTA-Blut
(Konsiliarlabor für Toxoplasma
Universitäts- medizin Göttingen)
Varizella-Zoster-Virus (VZV)
IgG
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
(Schnelltest:
100 ul)
mIU/ml
täglich
Mo-Sa/
4h
IgM
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
IgA
EIA
Serum
5 ml
(20 ul)
pos./ neg.
täglich
Mo-Sa/
4h
37
durchgemachte (o. akute) Infektion
o. Z.n. Impfung ab >100 mIU/ml; bei
Primärinfektion gel. vor IgM
nachweisbar; bei Folgeuntersuchungen weisen Änderungen > Faktor 3 auf Rezidive/
Reaktivierung hin. Kreuzreaktion mit
HSV möglich.
Bei Windpocken ab 4. Krankheitstag für 6-12 w pos; bei
Rezidiven oft negativ; bei ausgedehnten Rezidiven event. pos.
Bei V.a. Zoster/VZV-Reaktivierung;
kann auch bei Primärinfektion (bzw.
Impfung) positiv sein.
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Parameter
Methode
Material
DNA
PCR
AntikörperIndex
(AI)
EIA
Liquor
Kammerwasser
Fruchtw.
Biopsie
Abstrich
BAL
Punktat
Serum,
EDTA-Blut
Serum +
+ Liquor,
zeitgleiche
Entnahme
Probenmenge
optimal
(minimal)
2–5 ml
(750 ul;
Blutproben:
1 ml;
Biopsie: ≥ 2
3
mm )
Besonderheiten
bei Abnahme/
Transport
Ergebnis/
Dimension
Testfreq./
minimale
Untersuchungsdauer
täglich
Mo-Sa/
4h
Anmerkungen
Abstrich: TM wie
für HPV-PCR
oder TM für die
Virusisolierung
oder in NaCl 0,9%
(1 ml)
pos./ neg.
Serum
2 ml
(120 ul)
Zeitgleiche
Abnahme von
Serum + Liquor
relativer
3 x pro w/
Liquor/
1d
Serum IgGQuotient
Liquor
0,75 ml
(120 ul)
Bitte nicht das
normale Anforderungsformular für
virologische
Untersuchungen
benutzen, sondern
den
Einsendeschein
„Neurologische
Labordiagnostik“
(mittlere Spalte).
Das Institut für
Klinische Chemie
leitet die Proben
zur erregerspezif.
AI-Bestimmung an
uns weiter.
< 1,5, normal (keine intrathekale
IgG-Synthese gegen VZV).
1,5-1,9, AI mäßig erhöht; intrathekale IgG-Synthese gegen VZV
möglich, sofern die Blut-LiquorSchranke intakt ist (siehe Befunde
der Klinischen Chemie).
>= 2,0, intrathekale IgG-Synthe-se
gegen VZV liegt vor, sofern die BlutLiquor-Schranke intakt ist (siehe
Befunde der Klin. Chemie).
Der AI ist in der frühen Phase (1.
Krankheitswoche) der Infektion
unauffällig, da IgG im Liquor erst in
der 2. Krankheitswoche an-steigt!
Nach durchgemachter Infektion fällt
der AI langsam (über Monate bis
Jahre) ab.
Im Rahmen chronisch entzündl.
Erkrankungen des ZNS, wie z.B.
Multipler Sklerose, können die AI für
mehrere Erreger erhöht sein
(unspezifische Stimulation virusspezifischer B-Zellen).
pos./ neg
Nur in Sonderfällen nach
telefonischer Rücksprache;
i.d.R. nur in den ersten 3
Krankheitstagen erfolgreich;
Virusanzucht ist z.B. möglich für
Adenoviren (Stuhl, Abstr., resp.
Sekrete, BAL, Urin), CMV (Urin),
Enteroviren (Stuhl, Abstr., Punktat,
BAL, Liquor), HSV (Abstr., Urin),
Influenzaviren (Abstr., BAL, TS,
resp. Sekrete) VZV (Abstr,).
Soweit verfügbar, sind PCRUntersuchungen vorzuziehen
(höhere Sensitivität, kürzere
Testdauer).
Bei V.a. VZV-Enzephalitis,
Pneumonie, konnatale Infektion,
Augen-Infektionen, DD Zoster/HSV
insbes. bei Immunsuppression
Verschiedene Viren (Virusanzucht)
Virusan- Zellzucht*
kultur
Abstrich
1 Tupfer
in TM;
TM für Virusisolierung bzw.
Spezial-TM für
Influenzaviren
Stuhl
erbsengr.
Stuhlmenge
schneller Transport (< 12h) auf Eis
Nasen-/
Rachensekret
BAL, Urin,
Liquor,
Punktat
1–2 ml
(0,2 ml)
Nur nach
Rücksprache/
2-14 d
* accredendum (Durchführung in einem akkreditiertem Labor außerhalb des akkreditierten
Verfahrens)
Anmerkungen:
Messunsicherheit bei quantitativen Testen: Wie bei allen Messungen können bei quantitativen
Testen Messunsicherheiten auftreten. Die Messunsicherheit für die einzelnen quantitativen Teste
(Variationskoeffizient der Positivkontrollen) ist auf Anfrage erhältlich.
38
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
6.
Genotypisierung und Resistenztestung
Alle Systeme werden kontinuierlich weiterentwickelt. Kommentare sind stets willkommen und bei Fragen
stehen wir Ihnen gerne zur Verfügung: [email protected] (0221/478-7741)
6.1 HBV – Hepatitis-B-Virus
Diese Untersuchung ermöglicht die Bestimmung des Hepatitis-B-Virus-Genotyps, den
Nachweis von Resistenzen gegenüber anti-HBV-Medikamenten, sowie von Immun- und
Detektions-Escape-Varianten.
Die Hepatitis-B-Sequenzanalyse nach PCR umfasst das HBV-Surface und das HBVPolymerasegen. Dies ermöglicht den gleichzeitigen Nachweis eventuell vorliegender
Resistenzen gegenüber antiviralen Medikamenten wie Lamivudin (3TC), Adefovir (ADF),
Entecavir (ETV), Telbivudin (LdT) und
Tenofovir (TDF), und die Bestimmung des
HBV-Genotyps
(Typen
Sequenzanalyse
Aufschluss
über
A-H).
gibt
das
sogenannter
Die
außerdem
Vorhandensein
Detektions-Escape-
Varianten deren Erkennung in manchen
Analysesystemen
kann,
sowie
beeinträchtigt
von
sein
Immun-Escape-
Mutanten, die resistent gegenüber der
passiven und aktiven Immunisierung sind.
Die Durchführung des Tests ist jedoch nur
dann möglich, wenn der Patient zur Zeit
der Blutentnahme auch HBV-DNA-positiv
ist.
Gegebenenfalls
sollte
vor
der
Resistenztestung auch eine Bestimmung
der HBV-Viruslast durchgeführt werden.
Eine HBV-Resistenztestung ist sinnvoll bei einem sogenannten virologischen Versagen
gegenüber antiviralen Medikamenten, sowie bei Verdacht auf eine Übertragung eines
resistenten Hepatitis-B-Virus.
39
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
6.2 HCV – Hepatitis-C-Virus
Das Untersuchungsspektrum umfasst neben der Bestimmung des HCV-(Sub-)Genotyps,
die Resistenzanalyse gegenüber den neuen Medikamenten, den sogenannten direkt
agierenden Agenzien (DAAs) in den unterschiedlichen Zielregionen des Virus. Damit ist
nicht nur die Bestimmung des Genotyps
und Subgenotyps möglich, sondern auch
die Bestimmung des Clades (z.B. HCV 1a
clade I).
Die hohe Variabilität von HCV und die
damit
verbundene
Empfindlichkeit
verfügbaren
Sequenzanalyse
auf
unterschiedliche
die
DAAs
der
mittlerweile
macht
eine
Zielregionen
der
DAAs sinnvoll. Derzeit umfasst das die
HCV-Regionen NS3, NS5A und NS5B.
Das bekannteste Bespiel ist die Q80K
Mutation in der NS3-Region, die mit einer
verminderten
Sensitivität
gegenüber
Simeprevir (Olysio) verbunden ist. Im
NS5A-Bereich
sind
eine
Aminosäuresubstitutionen
Reihe
von
beschrieben
worden, die ebenfalls mit einer verminderten Empfindlichkeit gegenüber den NS5AInhibitoren Daclatasvir (Daklinza), Ledipasvir (im Kombinationspräparat Harvoni erhältlich)
und Ombitasvir (als Kombinationspräparat Viekirax erhältlich) einhergeht.
Die Auswertung der Sequenzen erfolgt mit dem Interpretationstool geno2pheno [HCV]
(http://hcv.geno2pheno.org/index.php).
40
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Neben der Sequenzanalyse zu Baseline (bei Therapiestart), welche eine exakte SubGenotyp-Bestimmung ermöglicht, liefert die Baseline Analyse im Vergleich zu der Probe
bei Therapieversagen die Auskunft, ob sich ein resistentes Virus entwickelt hat oder ob die
Ursache des Therapieversagens andere Gründe hat.
41
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
6.3 HIV – Humanes Immundefizienz-Virus
Das
Untersuchungsspektrum
umfasst
bei
HIV
neben
der
Bestimmung
der
Empfindlichkeiten gegenüber antiretroviralen Medikamenten in den verschiedenen
Zielregionen des Virus auch die Bestimmung des HIV1-Subsyps und die Analyse des
Tropismus/Korezeptorgebrauchs.
Damit
ist
eine
Resistenzbestimmung
gegenüber
Medikamenten der verschiedenen Klassen gemäß der EBM-Abrechnung möglich
Protease und Reverse Transkriptase Inhibitoren (PIs, NRTIs und NNRTIs)
Eine Analyse gegenüber der Empfindlichkeit von antiretroviralen Medikamenten gehört
mittlerweile zur Standarddiagnostik bei der Einstellung auf die erste HIV-Therapie und bei
jeder Therapieumstellung. Zunächst war diese Analyse auf die Zielbereiche Protease- und
Reverse Transkriptase des HIV-Genoms beschränkt. Mittlerweile werden aber weitere
Bereiche des HIV-Genoms untersucht, die zur Therapieplanung benötigt werden. Diese
sind der Bereich der HIV-Integrase und der Zielbereich der Fusionsinhibitoren, also HIVenv-gp41. Durch die Medikamentenklasse der Coreceptor-Antagonisten muss zudem der
Bereich des HIV-env-V3 untersucht werden, diese Analyse wird als Tropismusbestimmung
bezeichnet. Unter www.daignet.de sind die Therapieleitlinien und die damit verbundenen
Empfehlungen für die Resistenzuntersuchung einzusehen.
Zur Analyse der Resistenz bzw. des Tropismus werden in der klinischen Routine
molekularbiologische Analysen in Form von Sequenzanalysen der unterschiedlichen
Genombereiche des HIV durchgeführt und anschließend in kommerzielle oder frei
verfügbare Interpretationsprogramme gegeben. Das Institut für Virologie ist einer
interdisziplinären
Forschungsarbeit
Bioinformatik-basierten
an
der
Erstellung
Interpretationsprogramms
und
Verbesserung
(www.genafor.org)
und
an
eines
der
Verwertung der Erkenntnisse aus diesem Programm zur Etablierung eines Regelbasierten
Systems
(www.HIV-GRADE.de),
sowie
an
der
Standardisierung
der
Resistenzinterpretation für Deutschland und Österreich beteiligt. Die nachfolgende
Abbildung zeigt einen Ausdruck von geno2pheno[resistance], der vom System erstellt und
offline manuell kommentiert werden kann.
42
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Ausgegeben werden der wahrscheinliche HIV-1 Subtyp und die „Rohwerte“ in Form von
Aminosäureaustauschen gegenüber einem Referenz-HIV-Stamm und die Vorhersage der
Höhe der Resistenz gegenüber den verschiedenen Medikamenten der Klassen
Nukleos(t)idische (NRTI), Nicht-Nukleosidische Reverse Transkriptase Inhibitoren (NNRTI)
und Protease Inhibitoren (PI). Die Resistenz der untersuchten Probe ist als schwarzer
Balken unter dem farbigen Balken dargestellt. Reicht der schwarze Balken über den
grünen (sensitiven) in den gelben (intermediär) oder in den roten (resistent) Bereich, so ist
die Wirkung des entsprechenden Medikaments als eingeschränkt oder als unwirksam
anzusehen.
Das in Zusammenarbeit im HIV-GRADE Arbeitskreis entstandene Interpretationssystem
verwendet auch die Erkenntnisse aus geno2pheno, kann aber zusätzlich bei der
Darstellung die Interpretation mit anderen internationalen Interpretationssystemen
gleichzeitig anzeigen, wie in der nachfolgenden Abbildung zu sehen ist. Neben einer
Subtyp-Vorhersage erfolgt die Interpretation einer HIV-Sequenz hier gleichzeitig durch
HIV-GRADE, ANRS (Frankreich), HIV-db (Stanford, USA), REGA (Belgien) und
geno2pheno.
43
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Es ist zu sehen, dass die Interpretation in den meisten Teilen international
übereinstimmend ist, in einigen Fällen aber doch unterschiedliche Bewertungen erfährt.
Alle Resistenzbefunde werden daher mit einem Kommentar versehen, der den Kliniker bei
der Auswahl der neuen Medikamentenkombination für den Patienten unterstützt.
Integrase Inhibitoren (INIs)
Zusätzlich zu der Resistenzbeurteilung der etablierten Medikamentenklassen kann die
Resistenz auch gegenüber Integrasehemmern (INIs) vorhergesagt werden. Von den
Integrasehemmern sind mittlerweile drei Medikamente sowohl für Therapie-naive, als auch
–erfahrene Patienten zugelassen. Für eine Bestimmung der Wirksamkeit dieser
Medikamente wird eine Vorhersage mittels geno2pheno[Integrase] (www.genafor.org)
durchgeführt und eine Interpretation mit einer für den Patienten individuellen Befundung
erstellt.
44
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Auch über das HIV-GRADE Tool (www.HIV-GRADE.de) ist eine Subtyp-Vorhersage und
eine Interpretation einer HIV-Integrase-Sequenz gleichzeitig durch HIV-GRADE, ANRS
(Frankreich), HIV-db (Stanford, USA) und REGA (Belgien) möglich.
Coreceptor-Antagonisten (Tropismusanalyse / V3-Analyse)
Vor der Gabe eines Coreceptor-Antagonisten muss die im Patienten vorherrschende
Virusvariante untersucht werden. HIV ist prinzipiell in der Lage, alternativ zwei
unterschiedliche Rezeptoren zusätzlich zum CD4-Rezeptor für die Infektion einer Zelle zu
nutzen, den CCR5- oder den CXCR4-Rezeptor. Die Viren werden dann als R5 oder als
45
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
X4-Viren bezeichnet. Von den Coreceptor-Antagonisten ist bislang nur ein Medikament
zugelassen. Dieses blockiert den CCR5-Rezeptor und verhindert damit die Vermehrung
von HIV-Varianten, die auf diesen Coreceptor angewiesen sind. Varianten, die
ausschließlich oder alternativ den CXCR4-Rezeptor nutzen können, können nicht
gehemmt werden. Eine Testung auf den Coreceptorgebrauch, auch als Tropismustestung
bezeichnet, ist vor der Gabe des Medikaments durch EMA und FDA vorgesehen. Durch
die deutschen Leitlinien der DAIG und durch europäische Leitlinien ist eine Testung mit
phänotypischen Testen (Trofile, Monogram, San Francisco, USA oder InPheno, Basel,
Schweiz) möglich oder dezentral mittels molekularbiologischer Analyse, d.h. mit
Sequenzanalyse der HIV-env-V3 Region. Die daraus gewonnene Sequenz kann in das
ebenfalls frei über das Internet verfügbare geno2pheno[coreceptor] (www.genafor.org)
interpretiert werden. Das Programm präsentiert die „Rohwerte“ und eine Angabe, ob
Coreceptorblocker wie das verfügbare Maraviroc wirksam sind oder nicht. Die
Wahrscheinlichkeit der Wirksamkeit wird
mit einem Wert angegeben, der „false
positive rate“ (FPR), der besagt, mit
welcher
Wahrscheinlichkeit
die
Annahme, dass der CXCR4-Rezeptor
benutzt wird, falsch ist. Je niedriger die
FPR,
desto
höher
die
Wahrscheinlichkeit eines X4-Virus. Je
nach FPR erscheint der Text in einer
unterschiedlichen Farbe, grün (hohe
FPR-Werte) für wirksam, rot (niedrige
FPR-Werte) für unwirksam. Der cutoff
kann je nach Leitlinie oder frei gewählt
werden. Die angezeigten Werte ändern
sich
dadurch
nicht.
Die
folgende
Abbildung zeigt ein Beispiel für ein X4Virus,
das
nicht
durch
den
Coreceptorblocker inhibiert wird.
46
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
7.
Organbezogene klinische Symptomatik bei Virusinfektionen
Erkrankungen, Symptome, Syndrome
Viren
Auge
Blepharitis
HSV (Primärinfektion)
VZV (Zoster ophthalm.)
Molluscum contagiosum Virus
Dakryoadenitis, Kanalikulitis
Coxsackie A Viren
HSV (Primärinfektion), VZV, EBV
Mumpsvirus, Masernvirus
Lidpapillome, Konjunktivalpapillome
HPV 6, 11
Konjunktivitis, Keratokonjunktivitis
Adenoviren
Influenzaviren, Parainfluenzaviren
HSV (Primärinfektion)
VZV (Zoster ophthalmicus), EBV
Masernvirus, Mumpsvirus, Rötelnvirus
Molluscum contagiosum Virus
Vacciniavirus
Enterovirus 70
Coxsackievirus A24
Adenovirus Typ 11
(selten: VHF-Erreger: Hanta-, Gelbfieber-,
Dengue-, Filoviren u. a.)
.... hämorrhagische Konjunktivitis
Keratitis
Adenoviren
HSV, VZV
Masernvirus, Mumpsvirus, Rötelnvirus
Vacciniavirus
Kongenitale Mißbildungen
.... Katarakt
.... Glaukom
.... Optikusatrophie
Rötelnvirus, CMV, VZV
Rötelnvirus (Buphthalmus)
CMV, VZV
Nervus opticus, Augenmuskelnerven:
Neuritis, Ophthalmoplegie, Strabismus,
Mydriasis, Nystamus
VZV, HIV, EBV, Polioviren, Tollwutvirus,
JCV (PML), Masernvirus (SSPE),
Vacciniavirus
Retinitis
CMV (Immunsuppression, konnatal)
HSV, VZV, EBV
HIV
Coxsackie-A-Viren
Mumpsvirus
Rifttal-Fieber-Virus
Skleritis, Episkleritis
HSV, VZV, EBV, Mumpsvirus
Uveitis, Chorioiditis, Iridozyklitis, Iritis
CMV, EBV, VZV, HSV
Mumpsvirus,
HTLV-1, Filoviren
47
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Bewegungsapparat, Muskulatur
Arthritis
Parvovirus B19, Rötelnvirus, Mumpsvirus
VZV, HBV, Hantaviren,
Denguevirus, Gelbfiebervirus
Chikungunya-Virus, O’Nyong-Nyong Virus,
Ross River Virus, HTLV-I
Polioviren Typ 1 - 3, andere Enteroviren,
HBV, HEV
Rifttal-Fieber-Virus, Filoviren
Myalgie / Myositis
Influenzaviren, Coxsackie-A-(Bornholmsche
Erkrankung), Coxsackie-B-; ECHO-, PolioViren, RSV, Parainfluenzaviren, Adenoviren,
HAV, HBV, HCV, Hantaviren, HIV,
Gelbfieber-, Dengue-, Filoviren,
Chikungunya-Virus
Tropische spastische Paraparese
HTLV-I, evtl. HTLV-II
Korpuskuläre Blutbestandteile, Blutbildung, Immunorgane
Anämie
Parvovirus B19, EBV
Leukopenie, Lymphopenie
CMV, Masernvirus, Enteroviren
HIV, Gelbfieber-, Dengueviren
Filoviren
Thrombozytopenie
CMV (Immunsuppression, konnatal)
Dengue-, Hantaviren, VHF-Viren
Panzytopenie
CMV, EBV, Parvovirus B19 (transiente
aplastische Krise bei chronischer
hämolytischer Anämie)
Atypische mononukleäre Zellen im Blutbild
EBV, CMV, Enteroviren, Parvovirus B19,
HTLV
Lymphadenopathie
.... vorwiegend generalisiert
.... vorwiegend lokalisiert
HIV, HTLV
Filoviren
EBV (zervikal), CMV
Rötelnvirus (nuchal)
tierische Pockenviren
Splenomegalie
EBV, CMV, Mumpsvirus, Filoviren
Immunsuppression
HIV, Masernvirus, CMV
Leukämie, Lymphome:
.... Adulte T-Zell-Leukämie (ATL)
.... Burkitt-Lymphom, B-Zell-Lymphome
.... Body cavity-based lymphoma (BCBL),
.... Primary effusion lymphoma (PEL)
.... Castleman-Syndrom
HTLV-I
EBV
HHV8 (Immunsupprimierte)
HHV8 (Immunsupprimierte)
HHV8 (Immunsupprimierte)
Thymitis
Mumpsvirus
Gerinnungsstörung, Hämorrhagien,
hämorrhagische Fieber
Dengueviren (meist Zweitinfektion)
Gelbfiebervirus, Krim-Kongo-Fieber-Virus
Hantaviren, Rifttal-Fieber-Virus
Lassavirus, Filoviren, Chikungunya-V.
48
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Gastrointestinaltrakt
Ösophagitis
CMV (Immunsupprimierte)
HSV (bei AIDS)
HIV
Gastritis
Adenovirus Typ 31 (Immunsupprimierte)
Enteritis /Diarrhö
Rotaviren (Kleinkinder, nosokomial)
Adeno-, Norwalk-, Astroviren
Enteroviren, Coronaviren (?)
Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder)
Masernvirus, Hantaviren
Influenza A H1N1
Kolitis/Proktitis
CMV (Immunsupprimierte)
HSV (AIDS)
Parechoviren (Neugeborene, Säuglinge)
Invaginationsileus
Adenoviren Typen 1, 2, 5 (Säuglinge)
Schleimhautulzera
CMV (Immunsupprimierte)
Hämorrhagien
CMV (Immunsupprimierte)
VHF-Viren: Krim-Kongo-Fieber-, Lassa-,
Rifttal-Fieber-, Filoviren
Gelbfieber-, Dengueviren
Hantaviren
Leber
akute Hepatitis / Hepatomegalie
HAV, HBV, HCV, HDV, HEV
CMV, EBV, HHV6, VZV, Parvovirus B19
Adenoviren (Immunsupprimierte)
Mumps-, Röteln-, FSME-Virus,
HSV (meist perinatal), Coxsackieviren,
Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder),
VHF-Viren: Gelbfieber-, Lassa-, Filo-, RifttalFieber, Krim-Kongo-Fieber-Viren
Reye-Syndrom (Enzephalopathie und fettige
Leberdegeneration bei Kindern)
Influenzaviren (v. a. nach ASS-Gabe)
chronische Hepatitis/Zirrhose/
hepatozelluläres Karzinom
HBV, HCV, HDV, (HEV bei
Immunsupprimierten)
Pankreas
Pankreatitis
Mumpsvirus, CMV (bei AIDS)
Zerstörung der Inselzellen, dadurch Diabetes
mellitus Typ 1
Mumpsvirus, Enteroviren
Rötelnvirus (konnatale Infektion)
49
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Geschlechtsorgane
Prostatitis
HSV
Orchitis / Oophoritis (Adnexitis)
Mumpsvirus (auch Epididymitis)
Vacciniavirus (unilateral)
Enteroviren (Coxsackie; Orchitis?)
Condylomata acuminata (Feigwarzen)
HPV 6, 11, seltener: HPV2, 16, 27, 30, 40-42,
44, 45, 54, 55, 57, 61, 90
CIN, VAIN, VIN, AIN, PIN
HPV6, 11, 16, 18, 26, 30, 31, 33-35, 39, 40,
42-45, 51-59, 61, 62, 64, 66-74, 81-87, 89-91,
97, 101, 108, 114
Zervixkarzinom
HPV16, 18, 31, 33, 45, seltener: HPV26, 33,
35, 39, 51-53, 56, 58, 59, 66, 67, 68, 70, 73,
82
Vulva-, Vagina-, Penis-, Analkarzinome
HPV16, 18, seltener: 31, 33, 45, 56 u.a.
Buschke-Löwenstein Tumoren
HPV6, 11
primär vesikuläre (später ulzerierende)
Erkrankungen der Genitalschleimhaut
HSV-2, HSV-1
VZV (progenitaler Zoster, selten)
Dellwarzen, Ekzema molluscum (bei HIV)
Molluscum-contagiosum Virus
Sexuell übertragbare Infektionen ohne lokale
Affektion
HBV, HCV, HIV, HTLV, CMV
Marburgvirus (Rekonvaleszenzphase)
Haut und Schleimhaut
Haut und Schleimhaut: lokalisierte, nicht-vesikuläre Effloreszenzen
(siehe auch 8.: HPV-Typen in klinischen Läsionen)
Mollusca contagiosa (Dellwarzen)
Molluscum-contagiosum-V., vorw. Typ 1
Mollusca contagiosa gigantea (bei HIV+)
Molluscum-contagiosum-V., vorw. Typ 2
Orf (Ecthyma contagiosum)
Orfvirus (ein Parapoxvirus)
Melkerknoten
Paravacciniavirus (ein Parapoxvirus)
Verrucae vulgares
HPV2, 4, 27, 57, seltener: 1, 26-29, 41, 49,
75-77
Tiefe Plantarwarzen (Myrmezien)
HPV1, seltener: 2, 4, 63
Mosaikwarzen (plantar)
HPV2
Metzgerwarzen
HPV7
Verrucae planae juveniles
HPV3, 10, seltener: 28, 29
Pigmentierte Warzen
HPV4, 60, 65
Epidermodysplasia verruciformis (EV)
(seltene Erbkrankheit)
Benigne/Prämaligne EV-Läsionen: HPV5, 8,
9, 12, 14, 15, 17, 19-25, 36, 38, 47, 50;
Plattenepithelkarzinome: HPV5, 8, seltener:
14, 17, 20, 47
Kaposi-Sarkom
HHV8 (= KSHV)
T-Zell-Lymphom
HTLV-I
Merkelzell-Karzinom
Merkelzell-Polyomavirus (MCPyV)
50
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Haut und Schleimhaut: lokalisierte, primär vesikuläre Effloreszenzen
Herpes labialis
HSV-1, seltener HSV-2
Herpes genitalis
HSV-2, seltener HSV-1
Ekzema herpeticatum
HSV-1, seltener HSV-2
Vesikel genabelt, gekammert
Vacciniavirus (Laborpersonal!)
Primär makulöse Effloreszenzen bei generalisierten Virusinfektionen
erythematöse Exantheme / Enantheme
Parvovirus B19: Ringelröteln = Erythema
infectiosum („Slapped-cheek“-Disease
„Gloves and Socks“-Syndrom)
Humane Herpesviren 6 (HHV7 ?):
Exanthema subitum = Roseola infantum =
Dreitagefieber
Masernvirus
Enteroviren: Coxsackie A und B, ECHO
Rötelnvirus
Dengueviren, Chikungunya-Virus
HIV (akutes retrovirales Syndrom)
Filoviren, HAV, HEV
Primär vesikuläre Effloreszenzen bei generalisierten Virusinfektionen
Hand-Fuß-Mund-Krankheit (meist bei
Kindern)
Coxsackie Viren (A16, A4, A5, A9, A10, B2,
B5), Enterovirus Typ 71
Herpangina (meist bei Kindern)
Coxsackie-A-Viren
Vesikel, generalisiert
Varicella-Zoster-Virus (VZV) (Varizellen =
Windpocken; selten Zoster generalisatus bei
Immunsupprimierten)
Herpes-simplex-Virus Typ 1 (2) bei
Immunsupprimierte
Affenpockenvirus (monomorph, u.U.
hämorrhagisch)
Sonstige Hautmanifestationen im Rahmen generalisierter Virusinfektionen
Desquamation
Masernvirus (Spätstadium)
Filoviren (Rekonvaleszente)
Seborrhoisches Ekzem
HIV
Petechien / Purpura
Hantaviren
Dengue-, Gelbfiebervirus
Krim-Kongo-Fieber-Virus, Filo-Viren
Hepatitis-C-Virus (HCV)
Hepatitis-B-Virus (selten) (HBV)
Rötelnvirus (selten)
Ekchymosen
VHF-Viren: Krim-Kongo-Fieber-, Lassa-,
Rifttal-Fieber-, Filoviren
Gelbfiebervirus, Hantaviren
Ikterus
siehe bei Hepatitis
51
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Herz und Gefäße
Myokarditis
Enteroviren: Coxsackie A/B, ECHO, Polio,
Parechoviren (Säuglinge, Kleinkinder)
Influenza-Viren
Mumpsvirus, Rötelnvirus
Parvovirus B19, EBV
Adenoviren, Hantaviren
FSME-Virus (Begleitmyokarditis)
Perikarditis
Enteroviren
Influenzaviren
Rötelnvirus
Lassavirus
Bradykardie
Filoviren
Gelbfiebervirus („Faget-Zeichen“)
angeborene Herzfehler
Rötelnvirus (intrauterin erworben)
Hypertonie
Hantaviren (Stadium der Oligurie)
Hypotonie
Hantaviren (Schockstadium)
Tollwutvirus (extreme
Blutdruckschwankungen)
Gelbfiebervirus (Schockstadium)
alle Viren hämorrhagischer Fieber
(Schockstadium)
Mundhöhle, Rachen, Hals
Pharyngitis
Adenoviren, Enteroviren
Influenzaviren, Parainfluenzaviren,
Rhinoviren, Coronaviren, RSV
EBV, HSV, CMV
Masernvirus, Rötelnvirus
Hantaviren, Filoviren, Lassavirus, FSMEVirus (Initialstadium)
Enanthem
Masernvirus, Filoviren
Gingivostomatitis
Herpes-simplex-Virus Typ 1 (2)
Coxsackie-A-Viren (Herpangina)
Tonsillitis
EBV, CMV, HSV, HIV, Adenoviren
Laryngitis, Laryngotracheobronchitis,
Pseudokrupp
Parainfluenzaviren, Influenzaviren, RSV,
Enteroviren, Masernvirus
Orale Papillome, Leukoplakien
HPV2, 6, 11, 16, seltener: HPV7, 13, 32, 57,
72, 73
Fokale epitheliale Hyperplasie (M. Heck )
HPV13, 32
Larynxpapillome
HPV6, 11
Larynxkarinome
Selten: HPV16, 18, 30, 35
Tonsillenkarzinome (best. Formen),
Oropharynx- Karzinome
HPV16, selten: 18, 33, 5
Parotitis
Mumpsvirus (Parotitis epidemica)
CMV, Enteroviren
Thyreoditis
Mumpsvirus
52
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Nase
Rhinitis, Schnupfen („Common Cold“)
Rhinoviren (>100 Typen)
Coronaviren
Coxsackie-A/B-Viren, ECHO-Viren,
Enteroviren 68, 71, Parechoviren (Säuglinge,
Kleinkinder)
Respiratory-Syncytial-Virus (RSV)
(vorwiegend ältere Kinder)
humanes Metapneumovirus (hMPV)
Parainfluenzaviren, Influenzaviren
Adenoviren
Nasalpapillome
HPV6, 11, 57
Nasen-, Nasennebenhöhlen-Karzinome
Selten: HPV16, 57
Nasopharynxkarzinom (NPC)
Epstein-Barr-Virus (EBV)
Ohren
Otitis media
Respiratory Syncytial Virus (RSV)
Influenza-A-Viren (bei Kindern)
Parainfluenzaviren
Adenoviren
Masernvirus, Enteroviren
Zoster oticus
Varicella-Zoster-Virus (VZV)
Innenohrdefekte (Hörstörungen)
CMV (intrauterine Infektion)
Rötelnvirus (intrauterine Infektion)
Mumpsvirus (überstandene Infektion)
Lassavirus (überstandene Infektion)
Niere, Harnwege, Nebenniere
Glomerulonephritis
HBV (bei Kindern), HCV
Nephritis
CMV (bes. nach NTPL)
Adenoviren (bes. nach NTPL)
Mumpsvirus, BKV
Hantaviren
Lassavirus, Gelbfiebervirus, Filoviren
akutes Nierenversagen, Oligurie
persistierende Infektion des Nierengewebes
CMV
Adenovirus Typ 35 (bei Immunsupprim.)
Polyomaviren (BK-, JC-Virus)
Ureterstenose
BK-Virus (Leukämie)
Urethritis
HSV-2 (1)
Urethra-Condylome/Papillome
HPV6, 11, 16
Zystitis, hämorrhagische
Adenoviren
BK-Virus (bes. bei Immunsupprimierten)
Adrenalitis
CMV (bei Immunsupprimierten)
Enteroviren (perinatal)
Filoviren
53
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Nervensystem
Meningitis, Meningismus,
Meningoenzephalitis
Mumpsvirus
Enteroviren: Coxsackie A/B, ECHO, Polio,
Enterovirus 71, Parechoviren (Säuglinge,
Kleinkinder),
Lymphozytäre Choriomeningitis (LCM)-Virus
Masernvirus, Adenoviren, FSME-Virus
Parvovirus B19, Rötelnvirus
EBV, HSV-2, HHV-6, CMV
HIV, BKV
Sandfliegen-Fieber-Virus (Serotyp Toscana;
Mittelmeer)
Hantaviren
Japan-B-Enzephalitis-Virus
Dengueviren, Rifttal-Fieber-Virus
Enzephalitis, Enzephalomyelitis (akut)
HSV-1 (-2), EBV, VZV
CMV (bei Immunsuppression, AIDS)
Enteroviren, Polioviren, Parechoviren
(Säuglinge, Kleinkinder),
FSME-Virus
Masernvirus
Mumpsvirus, Rötelnvirus
Adenoviren
Tollwutvirus
HIV, HTLV-1, HEV
Lassavirus, Dengueviren
Flaviviren: Japan-B-Enzephalitis-Virus, West
Nil Virus, St. Louis Enzephalitis Virus, Murray
Valley Enzephalitis Virus, Louping Ill Virus,
etc.
Bunyaviren: La Crosse V. (USA),
Tahyna V., Rifttal-Fieber-Virus
Alphaviren (Amerika): Western, Eastern, bzw.
Venezuelan Equine Enzephalitis V.,
Semliki-Forest-V. (Afrika, Asien)
Vacciniavirus, Herpes-B-Virus (Affe)
Bunthörnchen-Bornavirus (bei Haltern von
Bunthörnchen)
chronische Enzephalitis, Enzephalopathie
JC-Virus (PML = progressive multifokale
Leukenzephalopathie, bei Immunsuppr.)
HIV
Masernvirus (SSPE, MIBE)
Rötelnvirus (konnatal; progressive
Panenzephalitis)
Reye-Syndrom (Enzephalopathie und fettige
Leberdegeneration bei Kindern)
Influenzaviren (v. a. nach ASS-Gabe)
VZV
Myelitis, Myelopathie
Enteroviren, Polioviren, FSME-Virus
EBV, VZV, CMV, HSV-2
HIV, Filoviren
HTLV-I (TSP = tropische spastische
Paraparese)
54
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Polyradikuloneuritis (Guillain-Barré-Syndrom, EBV, CMV
GBS), postinfektiös nach akuten Infektionen
Influenza-A-Virus
durch:
FSME-Virus
HIV
Mumpsvirus
HSV-1, -2
HEV
Paresen:
- Hirnnerven
- Fazialisparese / Hörsturz
- Periphere Nerven
Polioviren, FSME-Virus, HIV
VZV, Mumpsvirus, HEV
Polioviren, Enterovirus 70, 71, Coxsackie A7,
A9, B2-5, Echoviren, Parechoviren
(Säuglinge, Kleinkinder), FSME-Virus, HIV,
HTLV-I (-II), Japan-B-Enzephalitis-V.
Respirationstrakt
Akuter respiratorischer („grippaler“) Infekt
(„common cold“)
siehe Abschnitt ’Nase’
Echte Virusgrippe
Influenza-Viren A, B, selten C
Laryngitis, Pseudokrupp
siehe Abschnitt ’Mundhöhle, Rachen, Hals’
Pharyngitis
siehe Abschnitt ’Mundhöhle, Rachen, Hals’
Tracheitis, Tracheobronchitis
Influenza-A-Viren (hämorrhagisch)
Respiratory-Syncytial-Virus (RSV)
Humanes Metapneumovirus (hMPV)
Parainfluenzaviren
Masernvirus, FSME-Virus
Bronchitis, Bronchiolitis
Respiratory-Syncytial-Virus (RSV)
Humanes Metapneumovirus (hMPV)
Influenza-A, -B-Viren
Parainfluenzaviren
Rhinoviren (Asthmaanfälle)
Enteroviren: Coxsackie A/B, ECHO,
Enteroviren 68 - 71
Coronaviren, Adenoviren, Bocavirus
Masernvirus, Rötelnvirus
Pneumonie
Influenza-A, -B Viren
Respiratory-Syncytial-Virus (RSV)
Humanes Metapneumovirus (hMPV)
Parainfluenzaviren
Adenoviren
Rhinoviren
Enteroviren: Coxsackie-A, -B, ECHO,
Enteroviren 68, 71
Bocavirus, Coronaviren
Masernvirus
HSV-2 (-1) (perinatal erworben)
CMV (perinatal)
Varicella-Zoster-Virus (VZV)
55
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Pneumonie (bei Immunsupprimierten)
siehe oben, sowie auch
CMV (v. a. nach KM-TPL)
Adenoviren
Varicella-Zoster-Virus (VZV)
Herpes-simplex-Viren (HSV)
Masernvirus (Riesenzellpneumonie)
BKV, Parvovirus B19
akutes respiratorisches Syndrom (ARDS)
Hantaviren (v. a. Amerika)
MERS-Coronavirus (arabische Halbinsel und
umliegende Länder)
Pleurodynie
Coxsackie-B, -A-Viren, ECHO-Viren
Schwangerschaft
Embryopathie, angeborene Mißbildungen,
Entwicklungsstörungen
................................. Hydrops fetalis
Rötelnvirus
Zytomegalievirus (CMV)
Varicella-Zoster-Virus (VZV)
HIV
Lymphozytäre Choriomengitis-Virus
Parvovirus B19
Abort, Frühgeburt, Fruchttod
Parvovirus B19
Varicella-Zoster-Virus (VZV)
Zytomegalievirus (CMV)
Rötelnvirus (selten)
Lassavirus, Filoviren
Hepatitis E Virus (HEV)
Mumpsvirus (?)
Hepatitis oder Hepatosplenomegalie des
Neugeborenen
Zytomegalievirus (CMV)
Varicella-Zoster-Virus (VZV)
HSV (Herpes neonatorum)
HBV, HCV, HEV
Sepsisähnliche Infektion des
Neugeborenen
HSV (Herpes neonatorum)
VZV (konnatale Varizellen)
Enteroviren, Parechoviren
Adenoviren 3, 7, 21 (Lunge, Leber)
Vertikale Übertragung
HIV-1, -2, HBV, HCV, HTLV-I, -II
Besondere Gefährdung der Mutter
(schwererer Verlauf in der Schwangerschaft)
VZV (Pneumonie)
HEV (fulminante Hepatitis)
Lassavirus
56
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
8.
HPV-Typen in klinischen Läsionen
LÄSIONEN
HPV-TYPEN (häufige Typen fett gedruckt)
Benigne Hautwarzen
Vulgärwarzen (Verrucae vulgares)
2, 4, 27, 1, 26, 29, 41, 57, 75–78, 117
Tiefe Plantarwarzen (Myrmezien)
1
Mosaikwarzen (plantar)
2
Einschlußwarzen der Fußsohle
60, 63, 65
Verrucae planae juveniles
3, 10, 28, 29, 41, 49
Metzgerwarzen
7
EV*-spezifische Effloreszenzen
5, 8, 9, 12, 14, 15, 17, 19, 20, 21–25, 36–38,
47, 50
Flache Warzen von EV-Patienten
3, 10
Hautwarzen von Transplantierten/
Immunsupprimierten
1–6, 8, 10, 12, 15–17, 25, 27–29, 41, 49, 57,
75–78, 117, 128–134, 179, 184 #
Benigne Kopf- und Hals-Tumoren
Larynxpapillome
6, 11
Konjunktivalpapillome
6, 11
Nasalpapillome
6, 11, 57
Fokale epitheliale Hyperplasie Heck
13, 32
Orale Papillome und Leukoplakien
1, 2, 6, 7, 11, 13, 16, 18, 32, 57, 72, 73
Benigne anogenitale Läsionen
Feigwarzen (Condylomata acuminata)
6, 11, 2, 16, 27, 30, 40–42, 44, 45, 54, 55, 57,
61, 90
Kutane Krebsvorstufen
Aktinische Keratosen und M. Bowen
1–8, 11, 12, 14–22, 24–25, 31, 34–38, 40, 73,
93–94, 98-100, 107, #
Anogenitale Krebsvorstufen
Cervikale (CIN), vaginale (VAIN), vulväre 6, 11, 16, 18, 26–27, 30–35, 39, 40, 42–45,
(VIN), anale (AIN), penile (PIN)
51–59, 61, 62, 64, 66–74, 81–87, 89–91, 97,
intraepitheliale Neoplasien
101, 108, 114, #
57
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Kutane Karzinome
Basaliome und Plattenepithelkarzinome
von Transplantierten und
Immunkompetenten
1, 2, 4–9, 11, 14–25, 27–29, 32–34, 36–38,
41, 42, 48, 51, 54, 56, 58, 60, 61, 65, 69, 70,
77, 92, 94, 96, 98–100, 104, 105, 109–111,
113, #
Digitale Plattenepithelkarzinome
2, 16, 18, 26, 31, 34, 35, 73, #
Plattenepithelkarzinome von EV*Patienten
5, 8, 14, 17, 20, 47
Anogenitale Karzinome
Zervixkarzinome
16, 18, 31, 33, 45, seltener: 26, 33, 35, 39,
51–53, 56, 58, 59, 66–68, 70, 73, 82
Vagina-, Vulva-, Anal-, Peniskarzinome
16, 18, 31, 33, 35, 39, 45, 51, 52, 56, 58, 59,
66, 68, u.a.
Buschke-Löwenstein-Tumoren
6, 11
Sonstige Karzinome
Larynxkarzinome
6, 11, 16, 18, 30, 31, 33, 35, 45
Orale und Pharynxkarzinome
16, 2, 3, 6, 11, 18
Tonsillenkarzinome
16, 5, 6, 11, 18, 31, 33, #
Ösophaguskarzinome
6, 11, 9, 13, 16, 18, 20, 24, 25, 30, 31, 33, 38,
39, 51, 52. 57, 73, #
Nasale/ Sinonasale Karzinome
6, 11, 16, 18, 57
Konjunktival-, Lid-,
Tränensackkarzinome
6, 11, 14, 16, 18, 24, 36–38, #
# unklassifizierte HPV-Typen; In der Tabelle nicht aufgeführte HPV-Typen: HPV88 und
HPV95 sind kutane HPVs, zu denen bisher keine weiteren Informationen veröffentlicht
wurden. HPV79 wurde aus dem Genitalbereich und HPV80 aus normaler Haut isoliert.
HPV97, 102 und 103 wurden aus normalen zervikovaginalen Zellen isoliert. HPV156, 161166 und 169-170 wurden aus gesunder Haut isoliert.
Die aktuelle Einstufung der WHO/International Agency for Research on Cancer stuft HPV
bezüglich ihrer Karzinogenität folgendermaßen ein (Bouvard et al. Lancet Oncology, 10,
321-22, 2009):
Karzinogen für den Menschen
HPV16, 18, 31, 33, 35, 39, 45, 51, 52, 56,
58, 59
Vermutlich karzinogen für den Menschen
HPV68
Möglicherweise karzinogen für den
Menschen
HPV26, 30, 34, 53, 66, 67, 69, 70, 73, 82,
85, 97
58
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
9.
Literatur
Mertens T, Haller OA, Klenk HD (Hrsg.): Diagnostik und Therapie von Viruskrankheiten.
Leitlinien der Gesellschaft für Virologie. 2. Auflage. Urban & Fischer Verlag München,
2004
Neumeister B, Geiss HK, Braun RW, Kimmig R (Hrsg.): Mikrobiologische Diagnostik. 2.
Auflage. Thieme Verlag Stuttgart, 2009
Doerr HW & Gerlich WH (Hrsg.): Medizinische Virologie, 2. Auflage, Thieme Verlag,
Stuttgart, 2010
Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (Hrsg.): Principles and Practice of Infectious Diseases.
7th Edition. Elsevier Churchill Livingstone, Philadelphia, 2010
Gross G, Tyring SK (Hrsg.): Sexually Transmitted Infections and Sexually Transmitted
Diseases. Springer Verlag, Berlin Heidelberg, 2011
Pfister H (Hrsg.): Prophylaxis and Early Detection of HPV-Related Neoplasia. Vol. 28
Monographs in Virology. Karger Verlag, Basel Freiburg, 2012
Knipe DM & Howley PM (Hrsg.): Fields Virology, Sixth Edition, Wolters Kluwer/Lippincott
Willims & Wilkins, Philadelphia, 2013
Ramirez-Fort M, Khan F, Rady P, Tyring SK (Hrsg.): Human Papillomavirus – Bench to
Bedside, Current Problems in Dermatology 45, Karger Verlag, Basel, 2014
Wieland U, Kreuter A, Pfister H. Human papillomavirus and immunosuppression. Curr
Probl Dermatol. 45:154-65, 2014. doi: 10.1159/000357907
www.rki.de/infektionsschutz
59
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
10. Meldeplicht (Auszug aus dem IfSG)
Gesetz zur Verhütung und Bekämpfung von Infektionskrankheiten beim Menschen
(Infektionsschutzgesetz - IfSG)
Ausfertigungsdatum: 20.07.2000
Vollzitat: "Infektionsschutzgesetz vom 20. Juli 2000 (BGBl. I S. 1045), das durch Artikel 4 Absatz 21 des
Gesetzes vom 7. August 2013 (BGBl. I S. 3154) geändert worden ist"
Stand: Zuletzt geändert durch Art. 5 Abs. 2 G v. 20.4.2013 I 868
Ein Service des Bundesministeriums der Justiz und für Verbraucherschutz in Zusammenarbeit mit der juris
GmbH - www.juris.de; http://www.rki.de/DE/Content/Infekt/IfSG/Gesetze/gesetze_node.html
3. Abschnitt
Meldewesen
§ 6 Meldepflichtige Krankheiten
(1) Namentlich ist zu melden:
1. der Krankheitsverdacht, die Erkrankung sowie der Tod an
a) Botulismus
b) Cholera
c) Diphtherie
d) humaner spongiformer Enzephalopathie, außer familiär-hereditärer Formen
e) akuter Virushepatitis
f) enteropathischem hämolytisch-urämischem Syndrom (HUS)
g) virusbedingtem hämorrhagischen Fieber
h) Masern
i) Meningokokken-Meningitis oder -Sepsis
j) Milzbrand
k) Mumps
l) Pertussis
m) Poliomyelitis (als Verdacht gilt jede akute schlaffe Lähmung, außer wenn traumatisch bedingt)
n) Pest
o) Röteln einschließlich Rötelnembryopathie
p) Tollwut
q) Typhus abdominalis/Paratyphus
r) Varizellen
sowie die Erkrankung und der Tod an einer behandlungsbedürftigen Tuberkulose, auch wenn ein
bakteriologischer Nachweis nicht vorliegt,
2. der Verdacht auf und die Erkrankung an einer mikrobiell bedingten Lebensmittelvergiftung oder an einer
akuten infektiösen Gastroenteritis, wenn
a) eine Person betroffen ist, die eine Tätigkeit im Sinne des § 42 Abs. 1 ausübt,
b) zwei oder mehr gleichartige Erkrankungen auftreten, bei denen ein epidemischer Zusammenhang
wahrscheinlich ist oder vermutet wird,
3. der Verdacht einer über das übliche Ausmaß einer Impfreaktion hinausgehenden gesundheitlichen
Schädigung,
4. die Verletzung eines Menschen durch ein tollwutkrankes, -verdächtiges oder -ansteckungsverdächtiges
Tier sowie die Berührung eines solchen Tieres oder Tierkörpers,
5. soweit nicht nach den Nummern 1 bis 4 meldepflichtig, das Auftreten
a) einer bedrohlichen Krankheit oder
b) von zwei oder mehr gleichartigen Erkrankungen, bei denen ein epidemischer Zusammenhang
wahrscheinlich ist oder vermutet wird,
60
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
wenn dies auf eine schwerwiegende Gefahr für die Allgemeinheit hinweist und Krankheitserreger als
Ursache in Betracht kommen, die nicht in § 7 genannt sind.
Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 1, 3 bis 8, § 9 Abs. 1, 2, 3 Satz 1 oder 3 zu erfolgen.
§ 7 Meldepflichtige Nachweise von Krankheitserregern
(1) Namentlich ist bei folgenden Krankheitserregern, soweit nicht anders bestimmt, der direkte oder indirekte
Nachweis zu melden, soweit die Nachweise auf eine akute Infektion hinweisen:
1. Adenoviren; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis im Konjunktivalabstrich
2. Bacillus anthracis
3. Bordetella pertussis, Bordetella parapertussis
4. Borrelia recurrentis
5. Brucella sp.
6. Campylobacter sp., darmpathogen
7. Chlamydia psittaci
8. Clostridium botulinum oder Toxinnachweis
9. Corynebacterium diphtheriae, Toxin bildend
10. Coxiella burnetii
11. humanpathogene Cryptosporidium sp.
12. Ebolavirus
13. a) Escherichia coli, enterohämorrhagische Stämme (EHEC)
b) Escherichia coli, sonstige darmpathogene Stämme
14. Francisella tularensis
15. FSME-Virus
16. Gelbfiebervirus
17. Giardia lamblia
18. Haemophilus influenzae; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Liquor oder Blut
19. Hantaviren
20. Hepatitis-A-Virus
21. Hepatitis-B-Virus
22. Hepatitis-C-Virus; Meldepflicht für alle Nachweise, soweit nicht bekannt ist, dass eine chronische
Infektion vorliegt
23. Hepatitis-D-Virus
24. Hepatitis-E-Virus
25. Influenzaviren; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis
26. Lassavirus
27. Legionella sp.
28. humanpathogene Leptospira sp.
29. Listeria monocytogenes; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Blut, Liquor oder anderen
normalerweise sterilen Substraten sowie aus Abstrichen von Neugeborenen
30. Marburgvirus
31. Masernvirus
32. Mumpsvirus
33. Mycobacterium leprae
34. Mycobacterium tuberculosis/africanum, Mycobacterium bovis; Meldepflicht für den direkten
Erregernachweis sowie nachfolgend für das Ergebnis der Resistenzbestimmung; vorab auch für den
Nachweis säurefester Stäbchen im Sputum
35. Neisseria meningitidis; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Liquor, Blut, hämorrhagischen
Hautinfiltraten oder anderen normalerweise sterilen Substraten
36. Norwalk-ähnliches Virus; Meldepflicht nur für den direkten Nachweis aus Stuhl
37. Poliovirus
38. Rabiesvirus
39. Rickettsia prowazekii
40. Rotavirus
41. Rubellavirus
42. Salmonella Paratyphi; Meldepflicht für alle direkten Nachweise
43. Salmonella Typhi; Meldepflicht für alle direkten Nachweise
44. Salmonella, sonstige
45. Shigella sp.
61
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
46. Trichinella spiralis
47. Varizella-Zoster-Virus
48. Vibrio cholerae O 1 und O 139
49. Yersinia enterocolitica, darmpathogen
50. Yersinia pestis
51. andere Erreger hämorrhagischer Fieber.
Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 2, 3, 4 und Abs. 4, § 9 Abs. 1, 2, 3 Satz 1 oder 3 zu
erfolgen.
(2) Namentlich sind in dieser Vorschrift nicht genannte Krankheitserreger zu melden, soweit deren örtliche
und zeitliche Häufung auf eine schwerwiegende Gefahr für die Allgemeinheit hinweist. Die Meldung nach
Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 2, 3 und Abs. 4, § 9 Abs. 2, 3 Satz 1 oder 3 zu erfolgen.
(3) Nichtnamentlich ist bei folgenden Krankheitserregern der direkte oder indirekte Nachweis zu melden:
1. Treponema pallidum
2. HIV
3. Echinococcus sp.
4. Plasmodium sp.
5. Toxoplasma gondii; Meldepflicht nur bei konnatalen Infektionen.
Die Meldung nach Satz 1 hat gemäß § 8 Abs. 1 Nr. 2, 3 und Abs. 4, § 10 Abs. 1 Satz 1, Abs. 3, 4 Satz 1 zu
erfolgen.
§ 8 Zur Meldung verpflichtete Personen
(1) Zur Meldung oder Mitteilung sind verpflichtet:
1. im Falle des § 6 der feststellende Arzt; in Krankenhäusern oder anderen Einrichtungen der stationären
Pflege ist für die Einhaltung der Meldepflicht neben dem feststellenden Arzt auch der leitende Arzt, in
Krankenhäusern mit mehreren selbständigen Abteilungen der leitende Abteilungsarzt, in Einrichtungen ohne
leitenden Arzt der behandelnde Arzt verantwortlich,
2. im Falle des § 7 die Leiter von Medizinaluntersuchungsämtern und sonstigen privaten oder öffentlichen
Untersuchungsstellen einschließlich der Krankenhauslaboratorien,
3. im Falle der §§ 6 und 7 die Leiter von Einrichtungen der pathologisch-anatomischen Diagnostik, wenn ein
Befund erhoben wird, der sicher oder mit hoher Wahrscheinlichkeit auf das Vorliegen einer meldepflichtigen
Erkrankung oder Infektion durch einen meldepflichtigen Krankheitserreger schließen lässt,
4. im Falle des § 6 Abs. 1 Nr. 4 und im Falle des § 7 Abs. 1 Nr. 36 bei Tieren, mit denen Menschen Kontakt
gehabt haben, auch der Tierarzt,
5. im Falle des § 6 Abs. 1 Nr. 1, 2 und 5 und Abs. 3 Angehörige eines anderen Heil- oder Pflegeberufs, der
für die Berufsausübung oder die Führung der Berufsbezeichnung eine staatlich geregelte Ausbildung oder
Anerkennung erfordert,
6. (weggefallen)
7. im Falle des § 6 Abs. 1 Nr. 1, 2 und 5 die Leiter von Pflegeeinrichtungen, Justizvollzugsanstalten, Heimen,
Lagern oder ähnlichen Einrichtungen,
8. im Falle des § 6 Abs. 1 der Heilpraktiker.
(2) Die Meldepflicht besteht nicht für Personen des Not- und Rettungsdienstes, wenn der Patient
unverzüglich in eine ärztlich geleitete Einrichtung gebracht wurde. Die Meldepflicht besteht für die in Absatz
1 Nr. 5 bis 7 bezeichneten Personen nur, wenn ein Arzt nicht hinzugezogen wurde.
(3) Die Meldepflicht besteht nicht, wenn dem Meldepflichtigen ein Nachweis vorliegt, dass die Meldung
bereits erfolgte und andere als die bereits gemeldeten Angaben nicht erhoben wurden. Satz 1 gilt auch für
Erkrankungen, bei denen der Verdacht bereits gemeldet wurde.
62
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
(4) Absatz 1 Nr. 2 gilt entsprechend für Personen, die die Untersuchung zum Nachweis von
Krankheitserregern außerhalb des Geltungsbereichs dieses Gesetzes durchführen lassen.
(5) Der Meldepflichtige hat dem Gesundheitsamt unverzüglich mitzuteilen, wenn sich eine
Verdachtsmeldung nicht bestätigt hat.
§ 9 Namentliche Meldung
(1) Die namentliche Meldung durch eine der in § 8 Abs. 1 Nr. 1, 4 bis 8 genannten Personen muss folgende
Angaben enthalten:
1. Name, Vorname des Patienten
2. Geschlecht
3. Tag, Monat und Jahr der Geburt
4. Anschrift der Hauptwohnung und, falls abweichend: Anschrift des derzeitigen Aufenthaltsortes
5. Tätigkeit in Einrichtungen im Sinne des § 23 Absatz 5 oder 6 oder § 36 Abs. 1 oder 2; Tätigkeit im Sinne
des § 23 Absatz 5 oder 6 oder § 42 Abs. 1 bei akuter Gastroenteritis, akuter Virushepatitis, Typhus
abdominalis/ Paratyphus und Cholera
6. Betreuung in einer Gemeinschaftseinrichtung gemäß § 33
7. Diagnose beziehungsweise Verdachtsdiagnose
8. Tag der Erkrankung oder Tag der Diagnose, gegebenenfalls Tag des Todes
9. wahrscheinliche Infektionsquelle
10. Land (in Deutschland: Landkreis oder kreisfreie Stadt), in dem die Infektion wahrscheinlich erworben
wurde; bei Tuberkulose Geburtsland und Staatsangehörigkeit
11. Name, Anschrift und Telefonnummer der mit der Erregerdiagnostik beauftragten Untersuchungsstelle
12. Überweisung in ein Krankenhaus beziehungsweise Aufnahme in einem Krankenhaus oder einer anderen
Einrichtung der stationären Pflege und Entlassung aus der Einrichtung, soweit dem Meldepflichtigen bekannt
13. Blut-, Organ-, Gewebe- oder Zellspende in den letzten sechs Monaten
14. Name, Anschrift und Telefonnummer des Meldenden
15. bei einer Meldung nach § 6 Abs. 1 Nr. 3 die Angaben nach § 22 Abs. 2.
Bei den in § 8 Abs. 1 Nr. 4 bis 8 genannten Personen beschränkt sich die Meldepflicht auf die ihnen
vorliegenden Angaben.
(2) Die namentliche Meldung durch eine in § 8 Abs. 1 Nr. 2 und 3 genannte Person muss folgende Angaben
enthalten:
1. Name, Vorname des Patienten
2. Geschlecht, soweit die Angabe vorliegt
3. Tag, Monat und Jahr der Geburt, soweit die Angaben vorliegen
4. Anschrift der Hauptwohnung und, falls abweichend: Anschrift des derzeitigen Aufenthaltsortes, soweit die
Angaben vorliegen
5. Art des Untersuchungsmaterials
6. Eingangsdatum des Untersuchungsmaterials
7. Nachweismethode
8. Untersuchungsbefund
9. Name, Anschrift und Telefonnummer des einsendenden Arztes beziehungsweise des Krankenhauses
10. Name, Anschrift und Telefonnummer des Meldenden.
Der einsendende Arzt hat bei einer Untersuchung auf Hepatitis C dem Meldepflichtigen mitzuteilen, ob ihm
eine chronische Hepatitis C bei dem Patienten bekannt ist.
(3) Die namentliche Meldung muss unverzüglich erfolgen und spätestens innerhalb von 24 Stunden nach
erlangter Kenntnis dem für den Aufenthalt des Betroffenen zuständigen Gesundheitsamt, im Falle des
Absatzes 2 dem für den Einsender zuständigen Gesundheitsamt vorliegen. Eine Meldung darf wegen
einzelner fehlender Angaben nicht verzögert werden. Die Nachmeldung oder Korrektur von Angaben hat
unverzüglich nach deren Vorliegen zu erfolgen. Liegt die Hauptwohnung oder der gewöhnliche
Aufenthaltsort der betroffenen Person im Bereich eines anderen Gesundheitsamtes, so hat das unterrichtete
Gesundheitsamt das für die Hauptwohnung, bei mehreren Wohnungen das für den gewöhnlichen
Aufenthaltsort des Betroffenen zuständige Gesundheitsamt unverzüglich zu benachrichtigen.
63
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
(4) (weggefallen)
(5) Das Gesundheitsamt darf die gemeldeten personenbezogenen Daten nur für seine Aufgaben nach
diesem Gesetz verarbeiten und nutzen. Personenbezogene Daten sind zu löschen, wenn ihre Kenntnis für
das Gesundheitsamt zur Erfüllung der in seiner Zuständigkeit
§ 10 Nichtnamentliche Meldung
(1) Die nichtnamentliche Meldung nach § 7 Abs. 3 muss folgende Angaben enthalten:
1. im Falle des § 7 Abs. 3 Nr. 2 eine fallbezogene Verschlüsselung gemäß Absatz 2
2. Geschlecht
3. Monat und Jahr der Geburt
4. erste drei Ziffern der Postleitzahl der Hauptwohnung
5. Untersuchungsbefund
6. Monat und Jahr der Diagnose
7. Art des Untersuchungsmaterials
8. Nachweismethode
9. wahrscheinlicher Infektionsweg, wahrscheinliches Infektionsrisiko
10. Land, in dem die Infektion wahrscheinlich erworben wurde
11. Name, Anschrift und Telefonnummer des Meldenden
12. bei Malaria Angaben zur Expositions- und Chemoprophylaxe.
Der einsendende Arzt hat den Meldepflichtigen insbesondere bei den Angaben zu den Nummern 9, 10 und
12 zu unterstützen.
(2) Die fallbezogene Verschlüsselung besteht aus dem dritten Buchstaben des ersten Vornamens in
Verbindung mit der Anzahl der Buchstaben des ersten Vornamens sowie dem dritten Buchstaben des ersten
Nachnamens in Verbindung mit der Anzahl der Buchstaben des ersten Nachnamens. Bei Doppelnamen wird
jeweils nur der erste Teil des Namens berücksichtigt; Umlaute werden in zwei Buchstaben dargestellt.
Namenszusätze bleiben unberücksichtigt.
(3) Bei den in § 8 Abs. 1 Nr. 3 und 5 genannten Personen beschränkt sich der Umfang der Meldung auf die
ihnen vorliegenden Angaben.
(4) Die nichtnamentliche Meldung nach § 7 Abs. 3 muss innerhalb von zwei Wochen gegenüber dem Robert
Koch-Institut erfolgen. Es ist ein vom Robert Koch-Institut erstelltes Formblatt oder ein geeigneter
Datenträger zu verwenden.
(5) Die Angaben nach Absatz 2 und die Angaben zum Monat der Geburt dürfen vom Robert Koch-Institut
lediglich zu der Prüfung verarbeitet und genutzt werden, ob verschiedene Meldungen sich auf dieselbe
Person beziehen.
Sie sind zu löschen, sobald nicht mehr zu erwarten ist, dass die damit bewirkte Einschränkung der
Prüfungen nach Satz 1 eine nicht unerhebliche Verfälschung der aus den Meldungen zu gewinnenden
epidemiologischen Beurteilung bewirkt, jedoch spätestens nach 30 Jahren.
(6) Die nichtnamentliche Meldung nach § 6 Absatz 3 muss die Angaben nach Absatz 1 Nummer 5, 9 und 11,
Monat und Jahr der einzelnen Diagnosen sowie Name und Anschrift der betroffenen Einrichtung enthalten.
Absatz 3 ist anzuwenden. § 9 Absatz 3 Satz 1 bis 3 gilt entsprechend.
Weitere Angaben zum Infektionsschutzgesetz (z.B. Falldefinitionen, Meldebögen,
Belehrungsbögen, Angaben zu nosokomialen Infektionen, Literaturhinweise) finden Sie
unter: http://www.rki.de > Infektionsschutz > Infektionsschutzgesetz
64
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
11. Abkürzungsverzeichnis
a-
anti-
Abstr.
Abstrich
AG
Antigen
Agglut.
Agglutination
AI
Antikörperindex (relativer Liquor/ Serum IgG-Quotient)
AK
Antikörper
ANA
Anti-nukleäre Antikörper
AU
Arbitrary Units
AV
Adenoviren
BAL
Bronchalveoläre Lavage
BKPyV
BK-Virus (Polyomavirus)
c
Kopien
CA
Karzinom
CIN
Cervikale intraepitheliale Neoplasie
CMIA
Chemiluminescent Magnetic Microparticle Immunoassay
CMV
Zytomegalievirus
d
Tag
DNA
Desoxyribonukleinsäure
EA
Early Antigen (EBV)
EBNA
EBV spezifisches nukleäres Antigen
EBV
Epstein-Barr Virus
EI
Entry-Inhibitor (z.B. Maraviroc)
EIA
Enzyme Immuno Assay
ELFA
Enzyme Linked Fluorescent Assay
EV
Epidermodysplasia verruciformis
erbsengr.
erbsengroß
FI
Fusionsinhibitor (z.B. Enfurvitid, T20)
Fruchtw.
Fruchtwasser
FSME
Frühsommer-Meningoenzephalitis
GE
Gastroenteritis
GT
Genotyp
gw
grenzwertig
h
Stunde
HAV
Hepatitis A Virus
HBV
Hepatitis B Virus
HCV
Hepatitis C Virus
HDV
Hepatitis D Virus
HEV
Hepatitis E Virus
HHT
Hämagglutinationshemmtest
HHV-6
Humanes Herpesvirus 6
65
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
HHV-8
Humanes Herpesvirus 8 (=KSHV)
HIV
Humanes Immundefizienzvirus
hMPV
Humanes Metapneumovirus
HPV
Humanes Papillomvirus
HR
High Risk (HPV)
HSV
Herpes simplex Virus
HTLV-1
Humanes T-Zell-Leukämievirus Typ 1
IB
Immunoblot
IC
Immunchromatographie
IEA
Immediate Early Antigen (CMV)
IFT
Immunfluoreszenztest
IfVK
Institut für Virologie des Klinikums der Universität zu Köln
IgA
Immunglobulin A
IgG
Immunglobulin G
IgM
Immunglobulin M
IKZ
Inkubationszeit
Infekt.
Infektion
IU
Internationale Units
JCPyV
JC-Virus (Polyomavirus)
Kammerw.
Kammerwasser
KBR
Komplementbindungsreaktion
KM-TPL
Knochenmark-Transplantation
Knochenm.
Knochenmark
KS
Kaposi-Sarkom
KSHV
Kaposi-Sarkom-assoziiertes Herpesvirus (= HHV8)
LPS
Lipopolysaccharid
LR
Low Risk (HPV)
m
Minute
MCPyV
Merkelzell-Polyomavirus
MEIA
Mikropartikel Enzyme Immuno Assay
MERS
Middle East Respiratory Syndrome
MIBE
Masern Inclusion Body Enzephalitis
mRNA
messenger RNA
NASBA
Nucleic acid sequence based amplification
neg.
negativ
NNRTI
Nicht-Nukleosidischer Reverse Transkriptase Inhibitor (z.B. EFV)
NRTI
Nukleosidischer Reverse Transkriptase Inhibitor (z.B. AZT)
NPC
Nasopharynxkarzinom
NS-Blut
Nabelschnurblut
NT
Neutralisationstest
NTPL
Nierentransplantation
PAIN
Perianale intraepitheliale Neoplasie
66
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Pat.
Patient(en)
PCR
Polymerase-Kettenreaktion
p.i.
post infectionem
PI
Protease-Inhibitor (z.B. Lopinavir)
PIN
Penile intraepitheliale Neoplasie
PML
Progressive multifokale Leukenzephalopathie
pos.
positiv
qual.
qualitativ
quant.
quantitativ
Reakt.
Reaktivierung
RNA
Ribonukleinsäure
RSV
Respiratory Syncytial Virus
RT
Respirationstrakt
SFV
Sandfliegen-Fieber-Virus
SSPE
Subakute sklerosierende Panenzephalitis
Therapiekontr.
Therapiekontrolle
TM
Transportmedium
TORCH
Toxoplasmose, Röteln, CMV, HSV
TPL
Transplantation
TS
Trachealsekret
U
Units (Einheiten)
V.
Virus
V.a.
Verdacht auf
VAIN
Vaginale intraepitheliale Neoplasie
VCA
Viruscapsid-Antigen (EBV)
VHF
Virales Hämorrhagisches Fieber
VIN
Vulväre intraepitheliale Neoplasie
VZV
Varizella-Zoster-Virus
w
Woche(n)
Z.n.
Zustand nach
67
Leistungsverzeichnis IfVK Version 4.0
Inhaltsverzeichnis
1.
Anschrift, Anfahrt und Lage
4
2.
Öffnungszeiten, wichtige Telefonnummern, Notfalluntersuchungen
5
3.
Ansprechpartner für die virologische Beratung
6
4.
Handbuch für die Primärprobenentnahme
4.1 Hinweise zu Probenentnahme und Transport
4.2 Leistungsanforderung
4.3 Vorgehen bei V.a. Vogelgrippe
4.4 Vorgehen bei V.a. eine Infektion mit hochinfektiösen Erregern
4.5 Nationales Referenzzentrum für Papillom- und Polyomaviren
5.
8
13
19
20
21
Leistungsspektrum
Einzeluntersuchungen (alphabetisch nach Erregernamen)
23
mit Angaben zu Testmethode, Untersuchungsmaterial, Probenmenge,
Abnahme/Transport, Untersuchungsdauer, Indikation, Interpretation
6.
Genotypisierung und Resistenztestung
6.1 HBV – Hepatitis-B-Virus
6.2 HCV – Hepatitis-C-Virus
6.3 HIV – Humanes Immundefizienz-Virus
39
40
42
Organbezogene klinische Symptomatik bei Virusinfektionen
Auge
Bewegungsapparat, Muskulatur
Korpuskuläre Blutbestandteile, Blutbildung, Immunorgane
Gastrointestinaltrakt
Leber, Pankreas
Geschlechtsorgane
Haut und Schleimhaut
Herz und Gefäße
Mundhöhle, Rachen, Hals
Nase, Ohren
Niere, Harnwege, Nebenniere
Nervensystem
Respirationstrakt
Schwangerschaft
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48
48
49
49
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50
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52
53
53
54
55
56
8.
HPV-Typen in klinischen Läsionen
57
9.
Literatur
59
7.
10. Meldepflicht (§ 6-10 Infektionsschutzgesetz)
60
11. Abkürzungsverzeichnis
65
68

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