Withers P. - Société linnéenne de Lyon

Travaux scientifiques réalisés et ouvrage publié avec les soutiens de :
Ministère de l’Ecologie, du
Développement durable et de
l’Energie
Région Rhône-Alpes
Union européenne
Compagnie Nationale du Rhône
L’Ain, Conseil Général
Leader
Programme européen de
développement rural
Syndicat Mixte Pays du
Bugey
Entente Interdépartementale
Rhône-Alpes pour la
Démoustication
- 153 Bull. Soc. linn. Lyon, hors-série n°3, 2014 : 153 - 168
Le marais de Lavours, une zone humide majeure
pour la faune des diptères
Phil Withers
40 Montée du Cimetière 01600 Sainte Euphémie - [email protected]
Résumé. – La faune diptérologique du marais de Lavours a été étudiée pendant quatre
ans. Diverses méthodologies de piégeage ont été utilisées dans les types d’habitats majoritairement
représentés. Plus de 1 300 espèces de mouches sont répertoriées comme présentes dans la
réserve. Les remarques sur certaines espèces sont fournies.
Mots-clés. – Diptères, inventaire, zone humide.
The Lavours marsh, a major wetland for dipteran fauna
Abstract. – The dipteran fauna of the marais de Lavours was studied over a period of
four years. A variety of trapping methods was used in areas representing the major habitat-types.
Over 1 300 species of fly are documented as occurring in the reserve. Remarks on selected species
are given.
Keywords. – Diptera, inventory, wetland.
INTRODUCTION
Les diptères (mouches, moucherons, tipules…) sont écologiquement les plus
diversifiés de tous les insectes. Mondialement, environ 120 000 espèces ont été décrites,
mais ce chiffre représente probablement moins de 40 % de la richesse totale réelle. Environ
20 000 espèces sont connues en Europe et seulement la moitié est recensée en France.
Ceci est en partie dû à l’absence de spécialistes modernes dans le domaine, ainsi qu’à
la difficulté d’identification chez certaines familles : la littérature est soit trop ancienne
pour être utile, soit très dispersée dans les ouvrages spécialisés à travers l’Europe. Il
n’existe aucune liste faunistique pour la France.
Dans la Réserve naturelle nationale du Marais de Lavours, les premières listes
d’invertébrés datent des années quatre-vingts, et ont été constituées après trois ans d’étude
par l’Université de Clermont Ferrand. La méthodologie s’est basée principalement
sur quelques pièges à émergence et pièges enterrés répartis dans les prairies humides et
les aulnaies. Les résultats ont fait l’objet de rapports interne à la réserve (Brunhes &
Villepoux, 1987, 1988, 1990). Au moins une publication (Delécolle et al, 1991), sur
une partie de la faune diptérologique, a suivi ces études.
Plus récemment, la faune des diptères présente au marais de Lavours a été étudiée
pendant quatre ans, de 2008 à 2011. Ce travail s’inscrit dans le programme d’étude
de la réserve naturelle « Connaître les invertébrés pour préserver les habitats naturels
humides », qui concerne un ensemble de taxons invertébrés (araignées, coléoptères,
diptères, fourmis, mollusques, cloportes) et qui est basé sur de multiples méthodes
d’échantillonnage. Il intervient également dans le cadre de l’année internationale de la
biodiversité, décrétée en 2010 par les Nations Unies.
- 154 MATÉRIEL ET MÉTHODES
Les habitats étudiés
L’inventaire a porté sur les boisements, les milieux prairiaux ouverts et le bord d’un
étang (carte 1).
La zone forestière est composée d’une vieille forêt alluviale et d’une aulnaie
jeune. La ripisylve est une chênaie-frênaie (code Corine biotope : 44.41) dominée par
Carte 1. Localisation des habitats étudiés.
- 155 le chêne pédonculé (Quercus robur) et le frêne (Fraxinus excelsior). Située le long du
Séran sur sol argileux, elle se caractérise notamment par la présence de cavités dans les
vieux arbres. Elle présente des zones avec un sol nu ou presque et des zones où les strates
herbacées et arbustives sont plus développées. La forêt jeune est un bois marécageux
d’aulne glutineux (Alnus glutinosa) typique des marais et plaines marécageuses de
basse altitude (code Corine biotope : 44.911 et 44.3). Cette aulnaie s’est installée
progressivement en colonisant les cariçaies et les phragmitaies du marais après l’arrêt de
la fauche et du pâturage. Elle est donc en contact avec les prairies humides du marais
et notamment avec la cariçaie eutrophe à Carex elata. Dans cette aulnaie, la végétation
arbustive est assez développée, la végétation herbacée étant peu présente.
Les prairies échantillonnées sont des cariçaies eutrophes à Carex elata (code Corine
biotope : 53.2151) sur sol tourbeux. L’étang des Rousses est un plan d’eau d’un
demi- hectare, sur substrat limono-argileux, bordé de roselières semi-aquatiques et de
bosquets de saule cendré (Salix cinerea). Par endroit, le sol des berges est à nu.
Techniques d’inventaire
En forêt, l’échantillonnage des mouches a
été effectué principalement à l’aide des tentes
Malaise qui capturent les insectes volants et
avec des pièges à cavité. Ces pièges passifs
étaient assistés par un fauchage par filet
pendant les visites sur place. En 2009, une tente
Malaise a été installée en chênaie-frênaie. Elle
a fonctionné six semaines au printemps (du 21
avril au 2 juin) et trois semaines en automne
(du 15 septembre au 6 octobre). En 2010, deux
tentes Malaise ont été mises en place, une en
chênaie-frênaie et une en aulnaie ; elles ont
fonctionné sur les mêmes périodes qu’en 2009.
Dans le même temps, les mouches des cavités
de vieux arbres ont été échantillonnées en 2009
et en 2010 à l’aide de pièges à émergence qui
bouchaient le trou au niveau de l’écorce. Six
arbres ont été étudiés dont quatre (trois saules
Figure 1. Piège à cavité arboricole
blancs, deux frênes et un peuplier noir) dans la
(cliché RNML).
chênaie, les deux autres étant des saules blancs
isolés près de l’étang des Rousses. Les pièges d’interception installés entre 1,50 et
16 mètres de hauteur, qui ont été utilisés pour l’étude des coléoptères xylophages, ont
aussi fourni une quantité non négligeable de matériel.
En 2008, deux tentes Malaise ont aussi été utilisées dans les prairies, sans interruption
du 15 avril au 5 août (17 semaines), puis à nouveau en automne du 24 septembre au
7 octobre (trois semaines). En 2011, une tente Malaise a été installée du 22 mars
au 22 novembre au bord de l’étang des Rousses. Enfin, des pièges Barber, utilisés
principalement pour l’étude des araignées, ont aussi ajouté quelques espèces rares ou
au moins rarement vues.
Le matériel ainsi récolté a été étudié pour les familles où la littérature disponible
- 156 permet une identification assez certaine. Dans quelques cas, les spécimens ont été envoyés
aux autres spécialistes (voir remerciements), pour détermination ou confirmation. Une
collection représentative des espèces, épinglées ou sur lames microscopiques, a été
déposée au Musée des Confluences à Lyon.
RÉSULTATS ET DISCUSSION
Environ 1 300 espèces de diptères sont répertoriées dans la réserve, ce qui fait du
marais de Lavours un des milieux naturels les mieux étudiés pour ce groupe. Comme
déjà mentionné, la véracité des espèces actuellement documentées pour la France n’est
pas sûre : en conséquence, un pourcentage significatif de diptères de la réserve est cité
pour la première fois pour le territoire national.
Néanmoins, certaines familles sont sérieusement sous-représentées dans cet
inventaire, mais selon le ciblage des récoltes, une augmentation considérable est possible
dans les familles suivantes : Agromyzidae, Chamaemyiidae, Chloropidae, Empididae,
Ephydridae, Fanniidae, Lauxaniidae, Phoridae, Sciaridae, Tachinidae, Tephritidae.
Des méthodes de captures plus orientées, par exemple les pièges de charogne pour
les mouches associées aux cadavres (ex. : Piophilidae), ou l’élevage des milieux
spécifique (ex. : champignons) pourraient aussi augmenter la liste.
Certaines familles sont absentes de l’inventaire : dans certains cas, par exemple
les Dixidae, il est fort probable que la famille soit bien présente (les dixides ont des
larves aquatiques), mais qu’à cause de leur comportement, les adultes n’aient pas été
capturés. D’autres familles, en particulier celles associées aux forêts anciennes, sont
probablement réellement absentes. La pauvreté des espèces de Culicidae est attribuée
aux traitements effectués dans la réserve par l’Entente interdépartementale Rhône-Alpes
pour la démoustication, avec la bactérie Bacillus thuringiensis.
Les périodes de piégeage n’ont jamais inclus l’hiver : en conséquence, une partie
de la faune typiquement active à cette époque n’a pas été répertoriée. Par exemple, la
famille des Trichoceridae devrait être représentée par plusieurs espèces.
Avec une liste aussi exhaustive, il est peut-être illogique de sélectionner quelques
espèces pour mention particulière. Néanmoins, il est important de citer quelques
nouveautés ou taxons inattendus.
Dans l’inventaire complet (voir liste en annexe), les espèces nouvelles pour la
France sont indiquées par •.
Tipulidae
Tipula (Pterelachisus) mutila Wahlgren ― Cette espèce a été rajoutée à la faune française
par Kramer (2012) sur la base de spécimens récoltés dans les pièges aériens. Les larves
semblent creuser le bois mort inondé. Cette espèce est rarement documentée (seulement
deux citations en Europe dans les années 2000, un seul spécimen anglais de 1896),
peut-être à cause de son éclosion précoce. Le marais de Lavours est situé à 800 km plus
au sud de la localité la plus proche, en Allemagne.
Limoniidae
Dicranomyia megacauda Alex. ― Dans les années quatre-vingt, cette espèce a été
recensée à plusieurs reprises dans la réserve naturelle, dans des pièges à émergence,
toujours en très faible quantité. Elle n’a jamais été formellement publiée comme espèce
nouvelle pour la faune française. Malheureusement, l’espèce n’a pas été retrouvée et il
- 157 est fort possible qu’elle ait maintenant disparu de la réserve. En Europe occidentale, elle
n’est connue qu’en Suisse.
Erioptera fossarum Loew ― Kramer (2007) a rajouté cette espèce à la faune française
sur la base d’un mâle et une femelle capturés à côté du pilotis, dans l’aulnaie de la réserve.
Mycetophilidae
Epicypta scatophora (Perris) ― Cette espèce est ici citée pour la première fois en France
depuis 1849.
Psychodidae
Brunettia (Mirousiella) angustipennis (Tonnoir) ― L’espèce est une associée des
formations de tuf et même quand elle est présente, cette petite mouche est très difficile à
capturer car elle a une période de vol assez restreinte.
Trichomyia parvula Szabó / Trichomyia urbica Haliday in Curtis ― Les espèces
de Trichomyia sont associées aux arbres morts, le plus souvent dans les creux où
s’accumulent les sources de nutriments comme les feuilles mortes. En Europe, T. urbica
est assez fréquent dans ces milieux. Par contre, T. parvula n’est représenté que par une
poignée de spécimens dans tous les musées confondus.
Scatopsidae
Ferneiella incompleta (Verrall) ― Dans la liste des Scatopsidae de France (Haenni
& Withers, 2007), cette espèce n’est pas indiquée comme une espèce française : sa
présence était cependant fort probable.
Chironomidae
Pseudosmittia withersi Langton ― Une espèce de moucheron nouvelle pour la science
a été décrite par Langton (2012) sur la base de deux mâles récoltés en 2008 dans la
prairie dominée par Cladium mariscus.
Micropsectra apposita (Walker)/contracta
Reiss ― Les mâles de ces deux espèces ne
sont pas séparables, bien que les femelles
soient distinctes. Seuls les mâles de cette
famille ont été étudiés dans le contexte de
l’inventaire.
Rhagionidae
Chrysopilus laetus Zetterstedt ― Cette
espèce se trouve presque exclusivement dans
les arbres creux ; les spécimens en collections
sont généralement issus d’élevage.
Figure 2. Pandivirilia melaleuca
(cliché Anderson).
Therevidae
Pandivirilia melaleuca (Loew) ― Cette espèce est rarement vue au stade adulte, car
les larves se trouvent dans les creux des très vieux aulnes, une ressource de plus en plus
rare en Europe.
- 158 Hybotidae
Platypalpus caroli Grootaert ― Membre
du groupe albiseta de Platypalpus, cette
espèce est facilement confondue avec P.
niveiseta (Zetterstedt). La dissection de la
capsule génitale de plusieurs mâles a confirmé
que l’espèce présente au marais de Lavours est
bien caroli. L’espèce n’est connue en Europe
qu’en Belgique et en Allemagne.
Syndyas nigripes (Zetterstedt) ― Il s’agit
d’une espèce typique des marais et plus
particulièrement des tourbières ; elle n’est pas
encore signalée en France.
Dolichopodidae
Achalcus
thalhammeri
Lichtward
―
La révision de ce genre par Pollet
(1997) a considérablement simplifié les
déterminations pour les Achalcus d’Europe.
A. thalhammeri n’est pas cité dans cet
ouvrage comme présent en France. Il est
aussi noté que quelques spécimens paratypes
de la nouvelle espèce nigropunctatus Pollet &
Brunhes, décrite dans cet ouvrage, venaient du
marais de Lavours.
Systenus pallipes (von Roser) ― Les larves
de Systenus se trouvent aussi dans les
arbres creux, et les adultes, comme celles de
Chrysopilus laetus, ne sont presque jamais
capturés, sauf par élevage. Parent (1938)
n’indique qu’une seule donnée pour la France :
« environs de Paris ».
Figure 3. Megaselia lavoursensis
(cliché H. Disney).
Platypezidae
Figure 4. Microdon sp. (cliché C. Dussaix).
Callomyia saibhira Chandler ― Une femelle
Callomyia est identifiée comme appartenant à cette espèce, mais un mâle permettrait de
confirmer cette détermination.
Phoridae
Les phorides n’ont pas été intensivement étudiés dans la réserve, mis à part la faune des
arbres creux (Disney & Withers, 2011). Parmi eux, trois espèces du genre Megaselia sont
décrites pour la première fois dans le matériel collecté au marais de Lavours, dont
une porte le nom spécifique lavoursensis.
Syrphidae
Cheilosia albitarsis (Mg.) / ranunculi Doczcal ― Les femelles de ces deux espèces sont
impossibles à distinguer actuellement. L’absence de récolte de mâles ne permet pas une
- 159 détermination définitive de l’espèce concernée. Pour autant, il n’est pas exclu que les
deux espèces soient en réalité présentes : elles habitent les mêmes milieux et sont en
vol en même temps. Les larves semblent être associées à différentes espèces de
Ranunculus.
Microdon ― Le genre Microdon est très curieux, avec des larves atypiques dont la
première découverte a été prise pour une limace ! Ces larves habitent les fourmilières
et il est de plus en plus évident que chaque espèce préfère un nombre limité de
fourmi-hôte. La morphologie des adultes ne donne pas assez d’informations pour séparer
les espèces mais il devenu clair, depuis une dizaine d’années, que ce sont les stades
développementaux (larves et pupes) qui présentent les caractéristiques les plus certaines
pour établir une séparation nette. C’est pour cette raison que l’inventaire cite deux paires
d’espèces quasi-impossibles à séparer sur les critères visibles sur l’adulte. M. analis
semble être exclusivement associé avec Lasius platythorax, une fourmi présente sur la
réserve. M. major préfère plutôt les fourmilières de Formica (exsecta, rufa, sanguinea et
fusca) dont aucune n’est recensée sur la réserve : il est donc fort probable que c’est analis
l’espèce concernée. La situation chez mutabilis/myrmicae est un peu plus compliquée.
Pour mutabilis, les données indiquent une présence dans les fourmilières de Formica
et Lasius, ce qui est assez surprenant, et il n’est pas exclu qu’une autre espèce encore
inédite soit mélangée dans ces données. Pour myrmicae, le genre de fourmi préféré
est Myrmica, avec scabrinodis, galienii et rubra (espèces présentes dans la réserve)
citées comme abritant les larves de cette espèce. Une étude de répartition des espèces
concernées et leurs hôtes serait très informative.
Pipunculidae
Dorylomorpha (Dorylomyza) lautereri Albrecht ― La famille des Pipunculidae, dont
presque tous les membres sont parasitoïdes de punaises, a été assez récemment le
sujet d’un ouvrage faunistique pour la France (Withers, 2006). D. lautereri ne figure
pas sur cette liste ; il est connu de la République Tchèque, de Finlande, d’Estonie, de
Lituanie et d’Ukraine.
Psilidae
Chyliza extenuata (Rossi) ―
Les larves de Chyliza extenuata
attaquent les Orobanches, où elles
provoquent une galle souterraine
sur la tige. Une association est
citée avec Orobanche elatior et
O. rapum-genistae, deux espèces
qui n’existent apparemment pas
dans la réserve naturelle.
Sciomyzidae
Figure 5. Chyliza extenuata (cliché M. Le Masson).
Antichaeta obliviosa Enderlein ―
Les Sciomyzidae sont des mouches spécialisées sur le parasitisme des mollusques. Sans
grande surprise, la faune malacologique de la réserve est très riche et comporte les
espèces de mollusques représentant leur proie. Antichaeta obliviosa n’est pas signalé en
France par Vala (1989), mais a été récemment cité (Speight & Knutson, 2012) pour la
zone atlantique d’Europe, y compris la France.
- 160 Odiniidae
Neoalticomerus fabricei Withers & Papp ― Quelques spécimens paratypes de cette
nouvelle espèce ont été trouvés dans le marais.
Agromyzidae
Les agromyzides sont des mouches fort intéressantes car les larves creusent des
galeries dans les feuilles et les tiges des plantes ; bien souvent, une espèce de
mouche est spécifique d’un genre de plante, ce qui permet une bonne corrélation entre
l’entomologie et la botanique (pour une fois). Les noms scientifiques de ces diptères
donnent souvent un indice de cette relation : Cerodontha caricicola (Hering) et C.
eucaricis Nowakowski sont associés aux Carex, C. iraeos (Robineau-Desvoidy)
est associé à Iris pseudacorus, Liriomyza eupatorii (Kaltenbach) creuse Eupatorium
(ainsi que Solidago et Galeopsis), L. valerianae (Hendel) se trouve avec Valeriana,
Ophiomyia asparagi Spencer avec l’asperge et Phytomyza aconiti Hendel avec l’aconit.
Parmi les 25 espèces répertoriées au marais de Lavours, six sont nouvelles pour la faune
française, mais cette liste est loin d’être exhaustive.
Anthomyzidae
Anagnota major Roháček & Freidberg ― Cette espèce est très rare en Europe, où elle
semble être associée aux grandes espèces de Carex, en particulier C. gracilis.
Anthomyza clara Roháček ― Dans sa description (Roháček, 2006), l’auteur indique que
cette espèce est rare et localisée en Europe. C’est une autre espèce associée aux Carex,
connue en Suisse, Lituanie et Estonie.
Milichiidae
Desmometopa discipalpis ― Quelques spécimens de cette espèce ont été récoltés
dans les pièges aériens. Chez les mâles (le seul sexe connu pour l’instant), les palpes sont
extrêmement développés et le tibia postérieur est en forme de pelle. Une espèce voisine,
D. palpalia (Wahlgren) est légèrement différente par la forme des pièces génitales : cette
espèce est associée aux ormes attaqués par Cossus cossus, qui est peut-être aussi le gîte
larvaire de discipalpis.
Heleomyzidae
Suillia cepelaki Martinek ― Les espèces de Suillia sont presque toutes associées aux
champignons. La liste pour la réserve n’est probablement pas complète car quelques
espèces du genre qui sont largement distribuées en France ne sont pas encore répertoriées.
La période d’échantillonnage dans la réserve n’était pas très propice aux champignons,
car elle s’est peu déroulée en automne, la période où ces mouches sont les plus fréquentes.
Suillia cepelaki n’a pas été trouvé ailleurs qu’en Slovénie depuis sa description. On la
soupçonne d’être une espèce plutôt précoce dans l’année, les dates de capture étant
en avril. De plus, il est aussi probable que cette espèce ne soit pas associée aux
champignons, mais plutôt à l’ail des ours (Allium ursinum).
Sphaeroceridae
Opalimosina calcarifera (Roháček) ― Espèce répertoriée auparavant uniquement en
République Tchèque et en Hongrie.
- 161 Drosophilidae
Drosophila (Lordiphosa) hexasticha Papp ― Papp (1976) a capturé cette espèce dans
des pièges d’émergence posés par terre, et il a signalé que certains spécimens étaient
brachyptères. Le seul matériel de cette espèce capturé dans la réserve provient des
pièges Barber, ce qui semble soutenir l’idée que cette espèce est terricole. Néanmoins,
tous les spécimens portaient des ailes normales.
Drosophila (Sophophora) suzukii Matsumura ― Cette espèce de « mouche à vinaigre »
est un ravageur des fruits rouges (cerises, framboises, fraises…), accidentellement
introduit du Japon. Malgré sa présence dans la région lyonnaise depuis 2010, il était
extraordinaire que quelques dizaines de spécimens aient été trouvés dans les pièges
aériens en fin de 2011. La réserve et la situation des pièges concernés sont loin de toute
culture de ces fruits, et l’origine de cette mouche reste inconnue.
Scathophagidae
Cordilura aemula Collin ― Les larves des Cordilura en Amérique se développent dans
les tiges de Carex, Scirpus et Juncus et il est fort probable que ceci soit aussi le cas pour
les espèces européennes. C. aemula n’était pas séparé d’autres espèces voisines avant
1958 et ne figure pas dans les espèces françaises. Malgré cela, il est très fréquent dans
les milieux humides.
Fanniidae
Fannia nidica Collin ― Les larves de F. nidica se trouvent dans les nids d’oiseaux. Cette
espèce est peu connue en Europe, citée exclusivement en Angleterre et en République
Tchèque.
CONCLUSION
L’inventaire des diptères de la réserve naturelle dépasse les 1 300 espèces,
parmi lesquelles 10 % n’étaient pas signalées en France. Cependant, cet inventaire
pourrait être complété grâce à la prospection ciblée de certaines familles, comme les
syrphes, de certains micro-habitats comme les champignons, mais aussi grâce à des
collectes en hiver et au début du printemps.
Remerciements. – Un inventaire aussi développé n’est forcément pas le travail
d’une seule personne. J’ai eu la grande fortune d’être aidé par beaucoup de spécialistes
pour la détermination de certaines familles. En particulier, je suis reconnaissant de
l’aide généreuse de mes collèges : David Henshaw (Agromyzidae), Peter Chandler
(Mycetophilidae, Diadocidiidae, Ditomyiidae, Keroplatidae), John Kramer (Tipulidae,
Cylindrotomidae, Pediciidae, Limoniidae), Peter Langton (Chironomidae), Henry Disney
(Phoridae), Iain MacGowan (Lonchaeidae), Bernhard Merz (Tephritidae), Ruth Blackith
(Sarcophagidae). Par ailleurs, ce travail a bénéficié du soutien financier du Conseil général
de l’Ain.
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
Brunhes J. & Villepoux O., 1987, 1988, 1990. Les arthropodes du marais de Lavours. Rapports internes
à l’Entente Interdépartementale pour la Démoustication, Chindrieux.
Delécolle J-C., Rieb J-P. & Brunhes J. 1991. Note préliminaire sur les Diptères Cératopogonidés de la tourbière
- 162 eutrophe du marais de Lavours (Vallée du Rhône, Ain). Bulletin de la Société entomologique de
France, 96(3) : 255-256.
Disney R.H.L & Withers P. 2011. Scuttle flies (Diptera, Phoridae) reared from tree rotholes in France,
including three new species of Megaselia Rondani. Fragmenta Faunistica, 54 (1): 29-41.
Haenni J-P. & Withers P. 2007. Liste commentée des Scatopsidae de France continentale (Diptera). Bulletin
de la Société entomologique de France, 112 (1) : 17-27.
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Kramer J. 2012. Tipula (Pterolachisus) mutila Wahlgren (Diptera, Tipulidae) new to France and its status in
Britain. Dipterists Digest (Second Series), 19: 155-156.
Langton 2012. Two new species of Orthocladiinae (Diptera, Chironomidae) from south-eastern France.
Dipterists Digest ( Second Series), 19: 135-141.
Papp L. 1976. Some terricolous Sphaerocerids and Drosophilids from Hungary (Diptera, Sphaeroceridae and
Drosophilidae). Folia entomologica Hungarica (New Series), 29: 75-85.
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Withers P. 2006. A preliminary account of the fauna of Pipunculidae (Diptera) of continental France. Dipterists
Digest (Second Series), 13: 145- 155.
ANNEXE
Inventaire des diptères du marais de Lavours
Les espèces nouvelles pour la France sont indiquées par •
NEMATOCERA
Tipulidae
Ctenophora pectinicornis (L.)
Dictenidia bimaculata (L.)
Nephrotoma appendiculata (Pierre)
N. crocata (L.)
N. dorsalis (Fab.)
N. guestfalica (Westhoff)
N.quadrifaria (Mg.)
Nigrotipula nigra (L.)
Tanyptera atrata (L.)
Tipula lateralis Mg.
T. luna Westhoff
T. lunata L.
T. marginella Theowald
•T. mutila Wahlgren
T. oleracea L.
T. pabulina Mg.
T. paludosa Mg.
T. pruinosa Wied.
T. vernalis Mg.
Cylindrotomidae
Triogma trisulcata (Schummel)
Pediciidae
Tricyphona immaculata (Mg.)
T. unicolor (Schummel)
Limoniidae
Cheilotrichia cinerascens (Mg.)
C. imbuta (Mg.)
Erioptera flavata (Westhoff)
•E. fossarum (Lw.)
E. fuscipennis Mg.
E. fusculenta Edw.
E. lutea Mg.
E. nielseni de Meijere
Gnophomyia viridipennis (Gimmerthal)
Gonempeda flava (Schummel)
Gonomyia bifida Tonn.
G. tenella (Mg.)
Ilisia maculata (Mg.)
Molophilus bifidus Goetgh.
•M. bihamatus de Meijere
M. cinereifrons de Meijere
M. flavus Goethgh.
M. griseus (Mg.)
•M. maurus Lack.
M. medius de Meijere
M. obscurus (Mg.)
M. occultus de Meijere
M. ochraceus (Mg.)
•M. pleuralis de Meijere
M. propinquus (Egg.)
M. scutellatus Goetgh.
Ormosia bifida (Lack.)
O. lineata (Mg.)
Symplecta hybrida (Mg.)
Austrolimnophila ochracea (Mg.)
Dicranophragma nemorale (Mg.)
Epiphragma ocellare (L.)
Limnophila schranki Oosterbroek
Phylidorea abdominalis (Staeg.)
P. bicolor (Mg.)
P. ferruginea (Mg.)
P. fulvonervosa (Schummel)
P. longicornis (Schummel)
•Pilaria decolor (Zett.)
P. discicollis (Mg.)
Pseudolimnophila lucorum (Mg.)
P. sepium (Verrall)
Achyrolimonia decemmaculata (Lw.)
Antocha vitripennis (Mg.)
Atypophthalmus inustus (Mg.)
Dicranomyia autumnalis (Staeg.)
D. frontalis (Staeg.)
•D. megacauda Alex.
D. mitis (Mg.)
D. modesta (Mg.)
D. occidua Edw.
D. tristis (Schummel)
Helius flavus (Walk.)
H. longirostris (Mg.)
Limonia alpicola (Lack.)
L. dilutior (Edw.)
L. flavipes (Fab.)
L. macrostigma (Schummel)
L. nubeculosa Mg.
L. phragmitidis (Schrank)
L. stigma (Mg.)
L. trivittata (Schummel)
Metalimnobia quadrimaculata (L.)
- 163 Bibionidae
•Bibio brunnipes (Fab.)
B. leucopterus (Mg.)
B. marci (L.)
B. reticulatus Lw.
Dilophus febrilis (L.)
Diadocidiidae
Diadocidia ferruginosa (Mg.)
Ditomyiidae
Ditomyia fasciata (Mg.)
Symmerus annulatus (Mg.)
Keroplatidae
Asindulum nigrum Lat.
Cerotelion striatum (Gmelin)
Macrocera angulata Mg.
M. centralis Mg.
M. phalerata Mg.
M. vittata Mg.
Monocentrota lundstroemi Edw.
Neoplatyura modesta (Winn.)
Orfelia bicolor (Macq.)
•O. lugubris (Zett.)
O. nemoralis (Mg.)
•Rutylapa ruficornis (Zett.)
Mycetophilidae
Acnemia amoena Winn.
A. nitidicollis (Mg.)
Allocotocera pulchella (Curtis)
Allodia barbata (Lund.)
A. neglecta Edw.
A. ornaticollis (Mg.)
Anatella simpatica Dzied.
Apolephthisa subincana (Curtis)
Brachypeza bisignata Winn.
Brevicornu auriculatum (Edw.)
B. glandis Last. & Mat.
B. griseicolle (Staeg.)
B. nigrofuscum (Lund.)
B. proximum (Staeg.)
B. sericoma (Mg.)
•B. subfissicauda Zaitsev
B. verralli (Edw.)
•Clastobasis alternans (Winn.)
•C.loici Chandler
Coelosia fusca Bezzi
Cordyla crassicornis Mg.
C. fasciata Mg.
C. murina Winn.
C. pusilla Edw.
Docosia expectata Laštovka & Ševčik
•D. nigra Land.
Dynatosoma fuscicorne (Mg.)
D. rufescens (Zett.)
Ectrepesthoneura hirta (Winn.)
Epicypta aterrima (Zett.)
E. limnophila Chand.
E. scatophora Edw.
E. torquata Matile
Exechia bicincta (Staeg.)
•E. chandleri Caspers
E. dizona Edw.
E. exigua Lund.
E. fulva Santos Abréu
E. fusca (Mg.)
•E. macula Chand.
•E. nigrofusca Lund.
•E. pectinivalva Stack.
E. pseudofestiva Lack.
E. repanda Johan.
E. repandoides Caspers
E. spinuligera Lund.
•Exechiopsis leptura (Mg.)
Leia bilineata (Winn.)
L. bimaculata (Mg.)
L. crucigera Zett.
L. subfasciata (Mg.)
Megalopelma nigroclavatum (Strobl)
Monoclona rufilatera (Walk.)
Mycetophila autumnalis Lund.
M. caudata Staeg.
M. curviseta Lund.
M. fungorum (De Geer)
M. gibbula Edw.
M. hyrcania Lastovka & Matile
M. ichneumonea Say
•M. idonea Lastovka
M. luctuosa Mg.
M. ocellus Walk.
M. perpallida Chandler
M. pumila Winn.
•M. sigmoides Lw.
M. strigata Staeg.
M. strigatoides Land.
M. stolida Walk.
M. trinotata Staeg.
Mycomya affinis (Sateg.)
M. flavicollis (Zett.)
M. prominens (Lund.)
Neoempheria bimaculata (v. Roser)
Phronia nitidiventris (v. der Wulp)
•P. taczanowskyi Dziedzicki
P. tenuis (Winn.)
Platurocypta punctum (Stann.)
P. testata (Edw.)
•Pseudexechia monica Kjærendsen & Chandler
P. parallela (Edw.)
P. trivittata (Staeg.)
Pseudobrachypeza helvetica (Walk.)
Rymosia bifida Edw.
R. britteni Edw.
R. fasciata (Mg.)
R. signatipes (v. der Wulp)
Sceptonia cryptocauda Chand.
S. nigra (Mg.)
Sciophila interrupta (Winn.)
S. nonnisilva Hutson
•S. plurisetosa Edw.
S. rufa Mg.
Synapha fasciata Mg.
•Synplasta rufilatera (Edw.)
Trichonta lyrica Gagné
T. pulchra Gagné
T. vitta (Mg.)
•Zygomyia angusta Plassmann
Z. humeralis (Wied.)
•Z. matilei Caspers
Z. notata (Stann.)
Z. pseudohumeralis Caspers
Z. setosa Barend.
Z. valeriae Chand.
Z. valida Winn.
Z. vara (Staeg.)
Sciaridae
Bradysia alpicola (Winn.)
•B. aprica (Winn.)
•B. austera Menz. & Hell.
B. giraudii (Egger)
•B. hilariformis Tuom.
B. lobata Hondru
•B. lilienthalae Moh. & Menz.
•B. polonica (Leng.)
B. scabricornis Tuom.
•B. subscabricornis Moh. & Menz.
B. trivittata (Staeg.)
•B. vagans (Winn.)
•Corynoptera compressa (Walk.)
•C. deserta Hell. & Menz.
C. forcipata (Winn.)
C. irmgardis (Leng.)
C. membranigera (Kieff.)
•C. patula Hippa, Vilk. & Hell.
•C. recurvispina Freeman
•C. subtilis (Leng.)
•C. warnckei Rudz.
Cratyna ambigua (Leng.)
C. falcifera (Leng.)
•C. fulvicauda Felt
C. nobilis (Winn.)
C. pernitida (Edw.)
C. uliginosa (Leng.)
C. vagabunda (Winn.)
Ctenosciara hyalipennis (Mg.)
Epidapus absconditus (Vimmer)
•E. microthorax (Börn.)
•E. echinatum Moh. & Koz.
•Leptosciarella nigrosetosa (Freeman)
L. pilosa (Staeg.)
L. rejecta (Winn.)
•L. subviatica Moh. & Menz.
L. viatica (Winn.)
•Phytosciara flavipes (Mg.)
Pseudolycoriella brunnea (Buk. & Leng.)
•P. subbruckii (Mohrig & Hövemeyer)
•Scatopsciara (Xenopygina) curvilinea (Leng.)
S. (S.) nacta (Johan.)
S. (S.) tricuspidata (Winn.)
Schwenckfeldina carbonaria (Mg.)
Sciara flavimana Zett.
S. humeralis Zett.
S. ruficauda Mg.
•Trichosia glabra (Mg.)
T. morio (Fab.)
•Zygoneura sciarina Mg.
Psychodidae
•Atrichobrunettia angustipennis (Tonn.)
Clogmia. tristis (Mg.)
Clytocerus ocellaris (Mg.)
•Jungiella consors (Eaton)
J. longicornis (Tonn.)
•J. pseudolongicornis (Wagner)
Panimerus albifacies (Tonn.)
•P. denticulatus Krek
P. goetghebueri (Tonn.)
P. maynei gp.
Paramormia ustulata (Hal. in Walk.)
Peripsychoda auriculata (Hal. in Curtis)
•Pneumia compta Eaton
P. extricata Eaton
P. nubila (Mg.)
P. trivialis Eaton
Philosepedon humeralis (Mg.)
Psychoda cinerea Banks
P. gemina (Eaton)
P. griscescens Tonn.
P. minuta Banks
P. setigera Tonn.
P trinodulosa Tonn.
Sycorax silacea Hal. in Curtis
•S. similis (Müller)
Tinearia alternata (Say)
•Tonnoiriella nigricauda (Tonn.)
•Trichomyia parvula Szabó
T. urbica Hal.in Curtis
Trichoceridae
Trichocera regelationis (L.)
Anisopodidae
Sylvicola cinctus (Fab.)
S. fenestralis (Scop.)
S. punctatus (Fab.)
Scatopsidae
Anapausis baueri Fritz
A. talpae (Verrall)
- 164 Apiloscatopse picea (Mg.)
A. scutellata (Lw.)
Coboldia fuscipes (Mg.)
•Colobostema infumatum (Hal.)
C. nigripenne (Mg.)
C. triste (Zett.)
Efcookella albitarsis (Zett.)
•Ferneiella brevifurca (End.)
•F. incompleta (Verrall)
Holoplagia lucifuga (Lw.)
Reichertella geniculata (Zett.)
R. nigra (Mg.)
Rhexoza subnitens (Verr.)
Swammerdamella brevicornis (Mg.)
Thripomorpha coxendix (Verrall)
T. paludicola Enderlein
T. verralli (Edw.)
Ptychopteridae
•Ptychoptera contaminata (L.)
Culicidae
Aedes (Ochlerotatus) annulipes (Mg.)
A. vexans (Mg.)
Anopheles maculipennis agg.
Coquillettidia richiardii (Ficalbi)
Culex pipiens L.
C. territans Walk.
Culiseta morsitans (Theob.)
Ceratopogonidae
Allohelea tessellata (Zett.)
Atrichopogon brunnipes (Mg.)
A. forcipatus (Winn.)
A. maculatus (Lundst.)
A. minutus (Mg.)
A. pavidus (Winn.)
A. winnertzi Goetgh.
Bezzia xanthogaster (Kieff.)
Brachypogon nitidulus (Edw.)
B. sociabilis (Goetgh.)
B. vitiosus (Winn.)
Clinohelea unimaculata (Macq.)
Culicoides achrayi Kettle & Lawson
C. albicans (Winn.)
C. delta Edw.
C. kibunensis Tokunaga
C. pallidicornis Kieff.
C. punctatus (Mg.)
C. segnis Campbell & Pelham-Clinton
C. subfasciipennis Kieff.
Dasyhelea acuminata Kieff.
D. europaea Remm
D. holosericea (Mg.)
D. luteiventris Goetgh.
D. modesta (Winn.)
D. stellata Remm
D. turficola Wirth
D. undosternum Remm
Forcipomyia bipunctata (L .)
F. brevipennis (Macq.)
F. fuliginosa (Mg.)
F. glauca Macfie
F. litoraurea (Ingram & Macfie)
F. paludis (Macfie)
F. tenuis (Winn.)
F. velox (Winn.)
Monohelea estonica Remm
Palpomyia armipes (Mg.)
P. distincta (Hal.)
P. grossipes Goetgh.
P. serripes (Mg.)
Schizohelea leucopeza (Mg.)
Serromyia femorata (Mg.)
S. morio (Fab.)
Chironomidae
Ablabesmyia monilis (L.)
Apsectrotanypus trifascipennis (Zett.)
Bryophaenocladius simus (Edw.)
Chironomus aprilinus Mg.
C. luridus Strenzke
C. obtusidens Goetgh.
C. parathummi Keyl
C. pseudothummi Strenzke
C. riparius Mg.
Conchapelopia melanops (Mg.)
Cricotopus bicinctus (Mg.)
C. curtus Hirvenoja
C. sylvestris (Fab.)
C. trifascia Edw.
C. trifasciatus (Mg.)
Dicrotendipes nervosus (Staeg.)
D. notatus (Mg.)
Endochironomus tendens (Fab.)
Kiefferulus tendipediformis (Goetgh.)
Krenopelopia nigropunctata (Staeg.)
Limnophyes asquamatus Andersen
L difficilis Brundin
Metriocnemus beringiensis Cranston & Oliver
M. eurynotus (Holm.)
•Micropsectra apposita (Walk.)/contracta Reiss
M. lindebergi Säwedal
Microtendipes britteni (Edw.)
M. confinis (Mg.)
M. diffinis (Edw.)
M. nitidus (Mg.)
M. pedellus (De Geer)
Monopelopia tenuicalcar (Kieff.)
Natarsia nugax (Walk.)
Orthocladius glabripennis (Goetgh.)
O. obumbratus Joh.
O. rubicundus (Mg.)
Parachironomus monochromus (v. der Wulp)
P. parilis (Walk.)
Paracladopelma camptolabis (Kieff.)
Paramerina cingulata (Stephens in Walker)
Paraphaenocladius exagitans (Joh.)
Paratanytarsus austriacus (Kieff.).
P. dimorphis Reiss
P. laetipes (Zett.)
Paratendipes nudisquama (Edw.)
Phaenopsectra flavipes (Mg.)
Polypedilum acutum Kieff.
P. nubeculosum (Mg.)
P. scalaenum (Schrank)
P. sordens (v. der Wulp)
P. tritum (Walk.)
P. uncinatum (Goetgh.)
Procladius choreus (Mg.)
P. rufovittatus (v. der Wulp)
Prodiamesa olivacea (Mg.)
Psectrotanypus varius (Fab.)
Pseudorthocladius filiformis (Kieff.)
P. pilosipennis Brundin
Pseudosmittia withersi Langton
Schineriella schineri (Strobl)
Smittia amoena Caspers
S. aterrima (Mg.)
Tanypus kraatzi (Kieff.)
Tanytarsus buchonius Reiss & Fittkau
•Telmatopelopia nemorum (Goetgh.)
Xenopelopia nigricans (Goetgh.)
Zavrelia pentatoma Kieff.
BRACHYCERA
Xylophagidae
Xylophagus ater Mg.
Rhagionidae
Chrysopilus asiliformis (Preyssler)
C. cristatus (Fab.)
C. laetus Zett.
Ptiolina obscura (Fall.)
Rhagio scolopaceus (L.)
R. strigosus (Mg.)
R. tringarius (L.)
Spania nigra Mg.
•Symphoromyia immaculata (Mg.)
Tabanidae
Atylotus rusticus (L.)
Chrysops caecutiens (L.)
C. relictus Mg.
C. viduatus (Fab.)
Dasyrhamphis ater (Rossi)
Haematopota bigoti Gobert
H. crassicornis Wahl.
H. grandis Mg.
H. pluvialis (L.)
Hybomitra bimaculata (Macq.)
•H. muehlfeldi (Brauer)
Tabanus bovinus L.
T. bromius L.
T. maculicornis Zett.
T. miki Brauer
•T. quatuornatus Mg.
T. regularis Jaenn.
T. sudeticus Zell.
Xylomyiidae
Solva marginata (Mg.)
Stratiomyiidae
•Allognosta vagans (Lw.)
Beris chalybeata (Forst.)
B. geniculata Hal. in Curtis
B. vallata (Forst.)
Chloromyia formosa (Scop.)
Lasiopa tsacasi Dus. & Rozk.
Microchrysa flavicornis (Mg.)
M. polita (L.)
•Nemotelus brevirostris Mg.
N. notatus Zett.
N. pantherinus (L.)
Odontomyia angulata (Panz.)
O. argentata (Fab.)
O. tigrina (Fab.)
Oplodontha viridula (Fab.)
Oxycera analis Wied. in Mg.
O. leonina (Panz.)
O. morrisii Curtis
O. nigricornis Olivier
O. rara (Scop.)
O. trilineata (L.)
Pachygaster leachii Stephens in Curtis
Sargus bipunctatus (Scop.)
S. cuprarius (L.)
S. flavipes Mg.
S. rufipes Wahl.
Stratiomys longicornis (Scop.) (larves)
S. potamida Mg.
Bombyliidae
Anthrax anthrax (Schrank)
Bombylius major L.
B. minor L.
Hemipenthes maura (L.)
Villa hottentota (L.)
Therevidae
Pandivirilia melaleuca (Lw.)
Thereva nobilitata (Fab.)
T. strigata (Fab.)
Acroceridae
Ogcodes gibbosus (L.)
O. pallipes Lat. in Olivier
O. varius Lat. in Olivier
- 165 Asilidae
Choerades fimbriata (Mg.)
C. fulva (Mg.)
C. marginata (L.)
Dioctria linearis (Fab.)
Laphria flava (L.)
Leptogaster cylindrica (De Geer)
Tolmerus atricapillus (Fall.)
Hybotidae
Bicellaria mera Coll.
B. vana Coll.
Crossopalpus nigritellus (Zett.)
•Drapetis arcuata Lw.
•D. assimilis (Fall.)
D. ephippiata (Fall.)
D. exilis Mg.
D. infitialis Coll.
D. parilis Coll.
•Euthyneura albipennis (Zett.)
•E. myrtilli Macq.
Hybos culiciformis (Fab.)
Leptopeza flavipes (Mg.)
Ocydromia glabricula (Fall.)
Oedalea freyi Chvala
O. tibialis Macq.
Oropezella sphenoptera (Lw.)
Platypalpus aeneus (Macq.)
P. agilis (Mg.)
P. albicornis (Zett.)
•P. albiseta (Panz.)
P. annulatus (Fall.)
P. annulipes (Mg.)
P. calceatus (Mg.)
P. candicans (Fall.)
•P. caroli Groot.
P. clarandus (Coll.)
P. cothurnatus Macq.
P. cursitans (Fab.)
•P. exilis (Mg.)
•P. interstinctus (Coll.)
P. laticinctus Walk.
•P. melancholicus (Coll.)
P. niger (Mg.)
P. pallidicornis (Coll.)
P. pallidiventris (Mg.)
•P. pseudofulvipes (Frey)
P. stabilis (Coll.)
P. vividus (Mg.)
Stilpon graminum (Fall.)
Symballophthalmus fuscitarsis (Zett.)
•Syndyas nigripes (Zett.)
Syneches muscarius (Fab.)
Tachydromia annulimana Mg.
T. arrogans (L.)
•T. umbrarum Hal.
Tachypeza fuscipennis (Fall.)
T. nubila (Mg.)
Empididae
E. (Anachrostichus) nitida Mg.
Chelipoda vocatoria (Fall.)
Dolichocephala guttata (Hal.)
Empis chioptera Mg.
E. nigripes Fab.
E. (Euempis) tessellata Fab.
Hilara brevistyla Coll.
H. cornicula Lw.
H. longifurca Strobl
H. maura (Fab.)
H. platyura Lw.
E. (Leptempis) variegata Mg.
E. (Lissempis) nigritarsis Mg.
R. (Megacyttarus) crassirostris (Fall.)
R. (Pararhamphomyia) barbata (Macq.)
•R. (P.) caesia (Mg.)
R. (P.) physoprocta Frey
R. (P.) tibiella Zett.
Rhamphomyia (R.) laevipes (Fall.)
R. (R.) tibialis (Mg.)
•R. (Holoclera) caliginosa Coll.
R. (H.) lamellata Coll.
•R. (H.) nigripennis (Fab.)
E. (Xanthempis) stercorea L.
Microphoridae
Microphor anomalus (Mg.)
M. holosericeus (Mg.)
Dolichopodidae
Achalcus bimaculatus Pollet
A. cinereus (Hal. in Walk.)
A. flavicollis (Mg.)
A. melanotrichus Mik
A. nigropunctatus Pollet & Brunhes
•A. thalhammeri Lichtw.
A. vaillanti Brunhes
Acropsilus niger (Lw.)
Argyra diaphana (Fab.)
A. elongata (Zett.)
A. vestita (Wied.)
Campsicnemus armoricanus Parent
C. curvipes (Fall.)
C. pusillus (Mg.)
C. scambus (Fall.)
Chrysotimus molliculus (Fall.)
Chrysotus cilipes Mg.
C. gramineus (Fall.)
C. pulchellus Kow.
Diaphorus oculatus (Fall.)
Dolichopus atratus Mg.
D. caligatus Wahl.
D. cilifemoratus Macq.
D. latilimbatus Macq.
D. longitarsis Stann.
D. nitidus Fall.
D. nubilus Mg.
D. pennatus Mg.
D. picipes Mg.
D. planitarsis Fall.
D. plumipes (Scop.)
D. popularis Wied.
D. signatus Mg.
D. simplex Mg.
D. ungulatus (L.)
Gymnopternus aerosus (Fall.)
G. angustifrons (Staeg.)
G. assimilis (Staeg.)
G. blankaartensis Pollet
G. chalybeus (Wied.)
G. metallicus (Stann.)
G. silvestris Pollet
Hercostomus chrysozygos (Wied.)
H. nanus (Macq.)
H. nigrilamellatus (Macq.)
H. nigriplantis (Stann.)
H. plagiatus (Lw.)
Hydrophorus praecox (Leh.)
Lamprochromus bifasciatus (Macq.)
Medetera muralis Mg.
M. petrophiloides Parent
M. truncorum Mg.
Micromorphus albipes (Zett.)
Nematoproctus distendens (Mg.)
N. longifilus (Lw.)
N. praesectus (Lw.)
Neurigona erichsoni (Zett.)
•N. lineata (Old.)
N. quadrifasciata (Fab.)
N. suturalis (Fall.)
Rhaphium appendiculatum Zett.
R. auctum Lw.
R. caliginosum Mg.
R. crassipes (Mg.)
R. fasciatum Mg.
R. micans (Mg.)
R. penicillatum Lw.
R. quadrispinosum (Strobl)
Sciapus platypterus (Fab.)
Sympycnus pulicarius (Fall.)
S. spiculatus Gerst.
Syntormon bicolorellum (Zett.)
S. denticulatum (Zett.)
S. metathesis (Lw.)
S. pallipes (Fab.)
S. pumilum (Mg.)
Systenus pallipes (v. Roser)
Telmaturgus tumidulus (Radd.)
Teuchophorus calcaratus (Macq.)
T. spinigerellus (Zett.)
Thrypticus bellus Lw.
•T.pollinosus Verrall
Xanthochlorus ornatus (Hal.)
Platypezidae
Callomyia saibhira (prob. : ♀) Chandler
•Kesselimyia chandleri Vanhara
Platypeza consobrina Zett.
Polyporivora ornata (Mg.)
Protoclythia modesta (Zett.)
P. rufa (Mg.)
Phoridae
Anevrina thoracica (Mg.)
•A. unispinosa (Zett.)
Borophaga femorata (Mg.)
Chaetopleurophora erythronota (Strobl)
Conicera dauci (Mg.)
C. floricola Schmitz
C. tarsalis Schmitz
Diplonevra florea (Fab.)
D. nitidula (Mg.)
Gymnophora arcuata (Mg.)
G. integralis Schmitz
•Megaselia aculeata (Schmitz)
•M. albocingulata (Strobl)
•M. analis (Lund.)
•M. annulipes (Schmitz)
M. ciliata (Zett.)
•M. cinerea Schmitz
•M. deltofemoralis Disney
•M. fenestralis (Schmitz)
M. flava (Fall.)
•M. frameata Schmitz
•M. hartfordensis Disney
•M. ignobilis (Schmitz)
M. involuta (Wood)
•M. lavoursensis Disney
•M. longifurca (Lund.)
•M. melanocephala (v. Roser)
M. nasoni (Malloch)
M. pleuralis (Wood)
M. pseudogiraudii (Schmitz)
M. pusilla (Mg.)
•M. putescavi Disney
M. pygmaea (Zett.)
M. rufipes (Mg.)
•M. shawi Disney
•M. subcarpalis (Lund.)
Metopina oligoneura (Mik)
Phalacrotophora berolinensis Schmitz
Phora atra (Mg.)
P. holosericea Schmitz
P. tincta Schmitz
Pseudacteon fennicus Schmitz
P. formicarum (Verrall)
•Spiniphora excisa (Becker)
Lonchopteridae
Lonchoptera lutea Panz.
•L. scutellata Stein
- 166 Syrphidae
Anasimyia lineata (Fab.)
A. transfuga (L.)
Baccha elongata (Fab.)
Brachyopa bicolor (Fall.)
B. insensilis Coll.
B. panzeri Goffe
B. pilosa Coll.
Brachypalpoides lentus (Mg.)
Brachypalpus laphriformis (Fall.)
Caliprobola speciosa (Rossi)
Chalcosyrphus nemorum (Fab.)
Cheilosia albitarsis (Mg.)/ranunculi Doczcal
Cheilosia fasciata Schiner & Egger
C. pagana (Mg.)
Chelosia proxima (Zett.)
C. scutellata (Fall.)
C. uviformis Becker
C. variabilis (Panz.)
Chrysogaster rondanii Maibach & Goeldlin
Chrysotoxum bicinctum (L.)
C. cautum (Harr.)
C. elegans Lw.
C. festivum (L.)
C. verralli Coll.
Criorhina berberina (Fab.)
Dasysyrphus tricinctus (Fall.)
D. pinastri (De Geer)
D. venustus (Mg.)
Epistrophe eligans (Harr.)
E. nitidicollis (Mg.)
Episyrphus balteatus (De Geer)
Eristalinus sepulchralis (L.)
Eristalis arbustorum (L.)
E. horticola (De Geer)
E. interrupta (Poda)
E. jugorum Egger
E. pertinax (Scop.)
E. similis (Fall.)
E. tenax (L.)
Eumerus flavitarsis Zett.
E. strigatus (Fall.)
Eupeodes bucculatus (Rond.)
E. corollae (Fab.)
E. goedlini Mazanek, Laska & Bicik
E. luniger (Mg.)
Ferdinandea cuprea (Scop.)
Helophilus pendulus (L.)
H. trivittatus (Fab.)
Heringia brevidens (Egg.)
H. latitarsis (Egg.)
H. vitripennis (Mg.)
Lapposyrphus lapponicus (Zett.)
Lejogaster tarsata (Megerle)
Melangyna compositarum (Verrall)
Melanogaster aerosa (Lw.)
Melanostoma mellinum (L.)
M. scalare (Fab.)
Meligramma triangulifera (Zett.)
Meliscaeva auricollis (Mg.)
Mesembrius peregrinus (Lw.)
Microdon analis (Macq.)/major Andries
M. devius (L.)
M. mutabilis (L.)/myrmicae Schönrogge
Myathropa florae (L.)
Neoascia geniculata (Mg.)
N. interrupta (Mg.)
N. meticulosa (Scop.)
N. podagrica (Fab.)
N. tenur (Harr.)
Orthonevra brevicornis (Lw.)
O. geniculata (Mg.)
Paragus haemorrhous Mg.
Platycheirus albimanus (Fab.)
P. clypeatus (Mg.)
P. fulviventris (Macq.)
P. perpallidus Verrall
P. rosarum (Fab.)
Rhingia campestris Mg.
Scaeva pyrastri (L.)
S. selenitica (Mg.)
Sericomyia silentis (Harr.)
Sphaerophoria infuscata Goeldin
S. scripta (L.)
S. taeniata (Mg.)
Syritta pipiens (L.)
Syrphus ribesii (L.)
S. vitripennis Mg.
Temnostoma bombylans (Fab.)
T. vespiforme (L.)
Trichopsomyia flavitarsis (Mg.)
Tropidia scita (Harr.)
Volucella inflata (Fab.)
V. pellucens (L.)
Xanthogramma citrofasciatum (De Geer)
X. dives (Rond.)
X. laetum (Fab.)
X. pedissequum (Harr.)
Xylota jakutorum Bagatshanova
X. segnis (L.)
X. sylvarum (L.)
L. caucasica Kov.
L. chorea (Fab.)
L. contigua Coll.
L. contraria Cz.
L. fugax Becker
L. hackmani Kov.
•L. iona MacG.
L. mallochi MacG. & Roth.
L. nitens (Bigot)
L. palposa Zett.
L. patens Coll.
•L. subneatosa Kov.
L. sylvatica Bel.
L. tarsata Fall.
Silba (Setisquamolonchaea) fumosa (Egg.)
Pallopteridae
Palloptera quinquemaculata (Macq.)
Piophilidae
Neottiophilum praeustum (Mg.)
Parapiophila vulgaris (Fall.)
Ulidiidae
Ceroxys hortulana (Rossi)
Herina frondescentiae (L.)
•H. oscillans (Mg.)
H. palustris (Mg.)
H. scutellaris R.-D.
Myennis octopunctata (Coq.)
Otites guttata (Mg.)
Seioptera vibrans (L.)
Pipunculidae
Beckerias pannonicus (Aczel)
Cephalops penultimus Ackland
C. perspicuus (de Meijere)
Chalarus fimbriatus Coe
C. gynocephalus Jervis
C. indistinctus Jervis
C. latifrons Hardy
C. spurius (Fall.)
Platystomatidae
Dasydorylas holosericeus (Beck.)
Platystoma seminationis (Fab.)
Dorylomorpha (Dorylomyza) hungarica (Aczel)
•D. (D.) lautereri Albrecht
Tephritidae
D. (Dorylomorpha) extricata (Coll.)
Acanthiophilus helianthi (Rossi)
Eudorylas fuscipes (Zett.)
Acidia cognata (Wied.)
E. inferus Coll.
Cryptaciura rotundiventris (Fall.)
E. obliquus Coe
Dioxyna bidentis (R.-D.)
Jassidophaga villosa (v. Roser)
Myoleja caesio (Harr.)
Nephrocerus flavicornis (Zett.)
Tephritis formosa Lw.)
•N. lapponicus (Zett.)
Trypeta zoe Mg.
N. scutellatus (Macq.)
Urophora solstitialis (L.)
Pipunculus campestris Lat.
Tomosvaryella kuthyi Aczel
Lauxaniidae
T. palliditarsis (Coll.)
Calliopum simillimum (Coll.)
Verrallia aucta (Fall.)
Meiosimyza decempunctata (Fall.)
M. decipiens (Lw.)
ACALYPTERATAE
M..rorida (Fall.)
Minettia longipennis (Fab.)
Micropezidae
•Poecilolycia vittata (Walk.)
Neria cibaria (L.)
Pseudolyciella pallidiventris (Fall.)
•N. commutata (Cz.)
P. stylata (Papp)
Rainieria calceata (Fall.)
Sapromyza halidayi Shtalkin
Tricholauxania praeusta (Fall.)
Tanypezidae
Trigonometopus frontalis (Mg.)
Tanypeza longimana Fall.
Chamaemyiidae
Psilidae
Parochthiphila spectabilis (Lw.)
Chamaepsila nigricornis (Mg.)
C. rosae (Fab.)
Dryomyzidae
•Chyliza (Dasyna) extenuata (Rossi)
Neuroctena anilis (Fall.)
Loxocera albiseta (Schr.)
Psila fimetaria (L.)
Sciomyzidae
Antichaeta analis (Mg.)
Conopidae
A. atriseta (Lw.)
Conops flavipes L.
A. brevipennis (Zett.)
C. vesicularis L.
•A. obliviosa Enderlein
Myopa testacea (L.)
Colobaea bifasciella (Fall.)
Physocephala vittata (Fab.)
C. distincta (Mg.)
Sicus ferrugineus (L.)
Coremacera marginata (Fab.)
Thecophora atra (Fab.)
Elgiva cucularia (L.)
E. solicita (Harr.)
Lonchaeidae
Hydromya dorsalis (Fab.)
L. bukowskii Cz.
Ilione albiseta (Scop.)
- 167 I. lineata (Fall.)
Limnia paludicola Elberg
L. unguicornis (Scop.)
Pherbellia albocostata (Fall.)
P. annulipes (Zett.)
P. cinerella (Fall.)
P. dubia (Fall.)
P. griseola (Fall.)
P. obtusa (Fall.)
P. schoenherri (Fall.)
P. scutellaris (v. Roser)
P. ventralis (Fall.)
Pherbina coryleti (Scop.)
Psacadina vittigera (Schin.)
P. zernyi (Mayer)
Pteromicra angustipennis (Staeg.)
Renocera pallida (Fall.)
R. stroblii Hendel
Sciomyza dryomyzina Zett.
S. testacea Macq.
Sepedon sphegea (Fab.)
S. spinipes (Scop.)
Tetanocera arrogans Mg.
T. ferruginea Fall.
T. fuscinervis (Zett.)
T. hyalipennis v. Roser
T. silvatica Mg.
Tetanura pallidiventris Fall.
Sepsidae
Nemopoda nitidula (Fall.)
N. pectinulata Lw.
Sepsis fulgens Mg.
•S. nigripes Mg.
S. orthocnemis Frey
S. punctum (Fab.)
S. thoracica (R.-D.)
S. violacea Mg.
Themira annulipes (Mg.)
T. leachi (Mg.)
T. minor (Hal.)
P. ranunculicola Hering
P. tetrasticha Hendel
Chyromyiidae
Chyromya flava (L.)
Opomyzidae
Geomyza apicalis (Mg.)
G. tripunctata Fall.
G. venusta (Mg.)
Opomyza florum (Fab.)
O. germinationis (L.)
Sphaeroceridae
Apteromyia claviventris (Strobl)
Chaetopodella scutellaris (Hal.)
Coproica ferruginata (Stenh.)
•C. hirticula Coll.
Copromyza stercoraria (Mg.)
Crumomyia nitida (Mg.)
C. pedestris (Mg.)
•Elachisoma aterrimum (Hal.)
Gonioneura spinipennis (Hal.)
Herniosina bequaerti (Villen.)
Ischiolepta crenata (Mg.)
I. pusilla (Fall.)
Leptocera caenosa (Rond.)
L. nigra Olivier
Lotophila atra (Mg.)
Minilimosina (Svarciella) splendens (Duda)
M. (S.) vitripennis (Zett.)
Opacifrons coxata (Stenh.)
•Opalimosina calcarifera (Roh.)
O. collini (Richards)
O. czernyi (Duda)
O. liliputana (Rond.)
O. mirabilis (Coll.)
Phthitia spinosa (Coll.)
Pseudocollinella humida (Hal.)
Pteremis fenestralis (Fall.)
Pullimosina heteroneura (Hal.)
Puncticorpus cribratum (Vill.)
Rachispoda limosa (Fall.)
R. lutosa (Stenh.)
R. lutosoidea (Duda)
•R. opinata (Roh.)
Spelobia bifrons (Stenh.)
S. clunipes (Mg.)
S. luteilabris (Rond.)
S. ochripes (Mg.)
S. palmata (Richards)
S. talparum (Richards)
Telomerina eburnea Roh.
T. flavipes (Mg.)
Trachyopella melania (Hal.)
Anthomyzidae
•Anagnota bicolor (Mg.)
•A. major Roh. & Freid.
•Anthomyza clara Roh.
A. collini Anderss.
A. gracilis Fall.
•A. neglecta Coll.
Aulacigastridae
Aulacigaster leucopeza (Mg.)
A. pappi Kassebeer
Asteiidae
Asteia amoena Mg.
Leiomyza dudai Sabrosky
Milichiidae
Desmometopa discipalpis Papp
D. m-nigrum (Zett.)
D. sordida (Fall.)
Madiza britannica Hennig
Milichia ludens (Wahl.)
Phyllomyza donisthorpei Schmitz
P. longipalpis (Schmitz)
P. securicornis Fall.
Chloropidae
Calamoncosis minima (Strobl)
Camarota curvipennis (Lat.)
Cetema elongatum (Mg.)
C. neglectum (Tonn.)
Cryptonevra flavitarsis (Mg.)
Clusiidae
C. nigritarsis (Duda)
Clusia flava (Mg.)
Elachiptera cornuta (Fall.)
Clusiodes albimanus (Mg.)
Gampsocera numerata (Heeger)
C. ruficollis (Mg.)
Lasiambia coxalis (v. Roser)
C. verticalis (Coll.)
Lasiosina herpini (Guérin-Méneville)
Lipara lucens Mg.
Odiniidae
L. pullitarsis Doskocil & Chvala
•Neoalticomerus fabricei Withers & Papp L. rufitarsis Lw.
Odinia boletina (Zett.)
Neohaplegis tarsata (Fall.)
Platycephala planifrons (Fab.)
Agromyzidae
Rhopalopterum anthracinum (Mg.)
C. (Butomomyza) eucaricis Nowakowski Thaumatomyia notata (Mg.)
•Cerodontha (C.) denticornis (Panz.)
C. (Dizygomyza) bulbiseta (Hendel)
Heleomyzidae
C. (D.) caricicola (Hering)
•Eccoptomera obscura (Mg.)
•C. (D.) iraeos (R.-D.)
Gymnomus caesius (Mg.)
C. (D.) morosa (Mg.)
•Heteromyza oculata Fall.
C. (Icteromyza) bohemani (Rydén)
H. rotundicornis (Zett.)
C. (I.) geniculata (Fall.)
Morpholeria variabilis (Loew)
C. (Poemyza) incisa (Mg.)
Oecothea fenestralis (Fall.)
C. (P.) muscina (Mg.)
O. praecox Lw.
Liriomyza eupatorii (Kalt.)
Scoliocentra villosa (Mg.)
L. flaveola (Fall.)
Suillia affinis (Mg.)
L. richteri Hering
S. atricornis (Mg.)
L. valerianae Hendel
S. bicolor (Zett.)
L. virgo (Zett.)
•S. cepelaki Martinek
•Ophiomyia aeneonitens (Strobl)
•S. dawnae Withers
O. asparagi Spencer
S. flavifrons (Zett.)
•O. cichorii Hering
S. fuscicornis (Zett.)
O. galii Hering
S. vaginata (Lw.)
Phytomyza aconiti Hendel
S. variegata (Lw.)
P. agromyzina Mg.
Tephrochlaena halterata (Mg.)
•P. mylini Hering
Tephrochlamys flavipes (Zett.)
•P. platonoffi Spencer
T. rufiventris (Mg.)
T. tarsalis (Zett.)
Drosophilidae
Acletoxenus formosus (Lw.)
Amiota alboguttata (Wahl.)
A. flavopruinosa Duda
Cacoxenus indagator Lw.
Chymomyza amoena (Lw.)
•C. fuscimana (Zett.)
Drosophila (Dorsilopha) busckii Coq.
Hirtodrosophila confusa Staeg.
Lordiphosa andalusiaca Strobl
L. fenestrarum (Fall..)
•L. hexasticha Papp
D. (Drosophila) histrio Mg.
D. (D.) immigrans Sturt.
D. (D.) kuntzei Duda
D. (D.) limbata v. Roser
D. (D.) phalerata Mg.
D. (Sophophora) subobscura Coll.
D. (S.) suzukii (Matsumura)
D. (S.) tristis Fall.
D. (D.) testacea v. Roser
D. (D.) transversa Fall.
Leucophenga maculata (Dufour)
Phortica semivirgo (Maca)
P. variegata (Fall.)
Scaptomyza (S.) graminum (Fall.)
S. (Parascaptomyza) pallida (Zett.)
Stegana coleoptrata (Scop.)
Diastatidae
Diastata nebulosa (Fall.)
- 168 Campichoetidae
Campichoeta obscuripennis (Mg.)
C. punctum (Mg.)
Ephydridae
Athyroglossa glabra (Mg.)
Axysta cesta (Hal.)
Dichaeta caudata (Fall.)
Discomyza incurva (Fall.)
Gymnoclasiopa plumosa (Fall.)
Hecamedoides glaucellus (Stenh.)
Hydrellia maura Mg.
Ilythea spilota (Hal. in Curtis)
Nostima semialata (Coll.)
Notiphila cinerea Fall.
N. dorsata Stenh.
N. riparia Mg.
Ochthera manicata (Fab.)
Parydra fossarum (Hal.)
P. hecate (Hal.)
P. littoralis (Mg.)
P. quadripunctata (Mg.)
Pelina aenea (Fall.)
Philygria maculipennis (R.-D.)
Psilopa polita (Macq.)
P. roederi Girsch.
Scatella stagnalis (Fall.)
•S. subguttata (Mg.)
MUSCOIDEA
Scathophagidae
Cleigastra apicalis (Mg.)
•Cordilura aemula Coll.
C. ciliata Mg.
C. impudica Rond.
C. picipes Mg.
C. pubera (L.)
C. (Cordilurina) albipes Fall.
Leptopa filiformis Zett.
Nanna flavipes (Fall.)
N. tibiella (Zett.)
Norellisoma spinimanum (Fall.)
Parallelomma paridis Hering
P. vittatum (Mg.)
Phrosia albilabris (Fab.)
Scathophaga furcata (Say)
S. inquinata Mg.
S. lutaria (Fab.)
S. scybalaria (L.)
S. stercoraria (L.)
S. suilla (Fab.)
Anthomyiidae
Anthomyia liturata (R.-D.)
A. pluvialis (L.)
A. procellaris Rond.
Botanophila fugax (Mg.)
Delia antiqua (Mg.)
D. lamelliseta (Stein)
Emmesomyia grisea (R.-D.)
E. socia (Fall.)
Eustalomyia hilaris (Fall.)
Hydrophoria lancifer (Harr.)
H. ruralis (Mg.)
H. silvicola (R.-D.)
Hylemya nigrimana (Mg.)
H. vagans (Panz.)
H. variata (Fall.)
Leucophora grisella Hennig
L. obtusa (Zett.)
Mycophaga testacea (Gimmerth.)
Pegomya rubivora (Coq.)
P. ulmaria Rond.
Pegoplata palposa (Stein)
Zaphne ambigua (Fall.)
Z. inuncta (Zett.)
Fanniidae
Fannia aequilineata Ringd.
F. armata (Mg.)
F. canicularis (L.)
F. lepida (Wied.)
•F. nidica Coll.
F. pallitibia (Rond.)
F. polychaeta (Stein)
F. serena (Fall.)
F. similis (Stein)
F. sociella (Zett.)
F. speciosa (Villen.)
F. umbrosa (Stein)
Piezura graminicola (Zett.)
Muscidae
Azelia cilipes (Hal.)
Coenosia atra Mg.
C. campestris (R.-D.)
C. dubiosa Hennig
C. intermedia (Fall.)
C. mollicula (Fall.)
C. ruficornis (Macq.)
C. tigrina (Fab.)
Gymnodia humilis (Zett.)
Haematobia irritans (L.)
Haematobosca stimulans (Mg.)
Helina evecta (Harr.)
H. sexmaculata (Preyssler)
Hydrotaea cyrtoneurina (Zett.)
H. dentipes (Fab.)
H.irritans (Fall.)
Limnophora obsignata (Rond.)
L. tigrina (Am Stein)
L. triangula (Fall.)
Lispe melaleuca Lw.
L. nana Macq.
L. pygmaea Fall.
L. tentaculata (De Geer)
Lispocephala alma (Mg.)
L. erythrocera (R.-D.)
L. verna (Fab.)
Mesembrina meridiana (L.)
Morellia aenescens R.-D.
M. hortorum (Fall.)
Musca autumnalis De Geer
Muscina levida (Harr.)
Mydaea corni (Scop.)
M. nebulosa (Stein)
M. urbana (Mg.)
•Phaonia apicalis Stein
P. errans (Mg.)
P. palpata (Stein)
P. rufiventris (Scop.)
P. subventa (Harr.)
•P. trimaculata (Bouché)
P. tuguriorum (Scop.)
P. valida (Harr.)
P. villana R.-D.
Polietes lardarius (Fab.)
P. meridionalis Peris & Llorente
Potamia littoralis R.-D.
Schoenomyza litorella (Fall.)
Spanochaeta dorsalis (v. Roser)
•Spilogona litorea (Fall.)
Stomoxys calcitrans (L.)
Calliphoridae
Angioneura cyrtoneurina (Zett.)
Bellardia viarum (R.-D.)
B. vulgaris (R.-D.)
Cynomya mortuorum (L.)
Lucilia bufonivora Moniez
L. silvarum (Mg.)
Melanomya nana (Mg.)
Melinda gentilis R.-D.
Pollenia rudis (Fab.)
P. vagabunda (Mg.)
Stomorhina lunata (Fab.)
Rhinophoridae
Melanophora roralis (L.)
Paykullia maculata (Fall.)
Rhinophora lepida (Mg.)
Sarcophagidae
Brachicoma devia (Fall.)
Nyctia halterata (Panz.)
Ravinia pernix (Harr.)
Sarcophaga (Belleriomima) subulata Pand.
S. (Bercaea) africa (Wied.)
S. (Heteronychia) arcipes Pand.
S. (D.) pumila Mg.
S. (Helicophagella) crassimargo Pand.
S. (H.) melanura Mg.
S. (H.) rosellei Bötch.
S. (Heteronychia) depressifrons Zett.
S. (H.) haemorrhoa Mg.
S. (H.) vagans Mg.
Sarcophaga (Krameromyia) anaces Walk.
S. (Liosarcophaga) aegyptiaca Salem
S. (Mimarhopocnemis) granulata Kramer
Sarcophaga (Myorhina) socrus Rond.
S. (M.) villeneuvi Bötch.
S. (Parasarcophaga) albiceps Mg.
S. (Robineauella) caerulescens Zett.
S. (Rosellea) aratrix Pand.
Sarcophaga (S.) carnaria (L.)
S. (S.) jeanleclerqi Lehrer
S. (S.) lehmanni Mueller
S. (S.) subvicina Rohd.
S. (S.) variegata (Scop.)
S. (Sarcotachinella) sinuata Mg.
S. (Thyrsocnema) incisilobata Pand.
Sarcophila latifrons (Fall.)
Tachinidae
Actia crassicornis (Mg.)
A. dubitata Herting
A. infantula (Zett.)
A. pilipennis (Fall.)
Blepharipa pratensis (Mg.)
Campylochaeta praecox (Mg.)
Carcelia rasa (Macq.)
Catharosia pygmaea (Fall.)
Ceromya silacea (Mg.)
Cinochira atra Zett.
Compsilura concinnata (Mg.)
Cylindromyia auriceps (Mg.)
C. intermedia (Mg.)
Dexiosoma caninum (Fab.)
Ectophasia crassipennis (Fab.)
Gymnosoma rotundatum (L.)
Medina multispina (Herting)
M. separata (Mg.)
Nowickia ferox (Panz.)
Peleteria varia (Fab.)
Peribaea tibialis (R.-D.)
Phasia obesa (Fab.)
P. pusilla Mg.
Phorocera assimilis (Fall.)
P. obscura (Fall.)
Siphona cristata (Fab.)
S. flavifrons Staeg.
Tachina fera (L.)
T. ursina (Mg.)
Zenillia fulva (Fall.)
Qu’il me soit permis de rendre hommage aux fondateurs de la
réserve naturelle, qui ont tant œuvré pour la protection du marais de
Lavours et le développement des recherches scientifiques sur cet écosystème exceptionnel : Guy Pautou, Raymond Gruffaz, Emmanuel
Boutefeu, Philippe Lebreton, Guy Aïn, Hubert Tournier. Ce bulletin
scientifique de la Société linnéenne de Lyon leur est dédié.
F. Darinot, mars 2014.
Bastien Rouzier : photographies de la couverture et des p. 4 et 271
Cécile Guérin et Fabrice Darinot : infographie
Pour citer cet ouvrage :
Darinot Fabrice, coordinateur. Bilan de 30 ans d’études scientifiques dans le marais de
Lavours (1984-2014). Bull. Soc. linn. Lyon, hors-série n°3, 2014.

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